CSIRO PUBLISHING
El presente artículo es una traducción de su versión original en inglés: Pérez-Harguindeguy N, et al. (2013). Australian Journal of Botany,
61, 167-234 http://dx.doi.org/10.1071/BT12225
Traducido y adaptado al castellano por: P. Jaureguiberry, S. Díaz, V. Falczuk, S. Zeballos, G. Conti, L. Enrico, G. Funes, D.E. Gurvich, C.
Urcelay y N. Pérez Harguindeguy.
Nuevo manual para la medición estandarizada de caracteres
funcionales de plantas
A,Y
A
B
C
D
A
N. Pérez-Harguindeguy
,
S.
Díaz
,
E.
Garnier
,
S.
Lavorel
,
H.
Poorter
,
P.
Jaureguiberry
,HM.
F
G
A
A
,
J.
M.
Craine
,
D.
E.
Gurvich
,
C.
Urcelay
,
E.
J.
Veneklaas
,
S. Bret-HarteI E, W. K. Cornwell
J
K
L
A
M
F
, J. G. PausasP , A. C. de VosQ, N.
P. B. ReichN, L. PoorterA, I. J. WrightA,C, P. Ray , L. Enrico
O
,
G.
Funes
,
F.
Quétier
,
J.
G.
Hodgson
,
K.
Thompson , H.
D. Morgan ,H.A ter
Buchmann
R
S
T
U
V
der Heijden , L. Sack , B. Blonder , P. Poschlod , M. V. Vaieretti , G.
SteegeA , M. G. A. van
Conti , A. C. StaverW, S. AquinoX and J. H. C. CornelissenF
Instituto Multidisciplinario de Biología Vegetal (CONICET-UNC) and FCEFyN, Universidad Nacional de Córdoba, CC
495, 5000 Córdoba, Argentina.
B
CNRS, Centre d’Ecologie Fonctionnelle et Evolutive (UMR 5175), 1919, Route de Mende, 34293 Montpellier Cedex 5,
France.
C
Laboratoire d’Ecologie Alpine, UMR 5553 du CNRS, Université Joseph Fourier, BP 53, 38041 Grenoble Cedex 9,
France.
D
Plant Sciences (IBG2), Forschungszentrum Jülich, D-52425 Jülich, Germany.
E
Institute of Arctic Biology, 311 Irving I, University of Alaska Fairbanks, Fairbanks, AK 99775-7000, USA.
F
Systems Ecology, Faculty of Earth and Life Sciences, Department of Ecological Science, VU University, De Boelelaan
1085, 1081 HV Amsterdam, The Netherlands.
G
Division of Biology, Kansas State University, Manhtattan, KS 66506, USA.
H
Faculty of Natural and Agricultural Sciences, School of Plant Biology, The University of Western Australia, 35 Stirling
Highway, Crawley, WA 6009, Australia.
I
Department of Forest Resources, University of Minnesota, 1530NCleveland Avenue, St Paul,MN55108,USA and
Hawkesbury Institute for the Environment, University of Western Sydney, Locked Bag 1797, Penrith, NSW 2751,
Australia.
J
Centre for Ecosystems, Forest Ecology and Forest Management Group, Wageningen University, PO Box 47, 6700 AA
Wageningen, The Netherlands.
K
Department of Biological Sciences, Macquarie University, Sydney, NSW 2109, Australia.
L
Department of Biological Sciences, Stanford University, Stanford, CA, USA.
M
Centro de Investigaciones sobre Desertificación (CIDE-CSIC), IVIA Campus, Carretera Nàquera km 4.5, 46113
Montcada, Valencia, Spain.
N
Institute of Agricultural Sciences, ETH Zurich, Universitätstrasse 2, LFW C56, CH-8092 Zürich, Switzerland.
O
Peak Science and Environment, Station House, Leadmill, Hathersage, Hope Valley S32 1BA, UK.
P
Department of Animal and Plant Sciences, The University of Sheffield, Sheffield S10 2TN, UK.
Q
NSW Department of Primary Industries, Forest Resources Research Beecroft, NSW 2119, Australia.
R
Naturalis Biodiversity Center, Leiden, and Institute of Environmental Biology, Ecology and Biodiversity Group, Utrecht
University, Utrecht, The Netherlands.
S
Ecological Farming Systems, Agroscope Reckenholz Tänikon, Research Station ART, Reckenholzstrasse 191, 8046
Zurich, Switzerland and Plant-Microbe Interactions, Institute of Environmental Biology, Faculty of Science, Utrecht
University, Utrecht, The Netherlands.
T
Department of Ecology and Evolutionary Biology, University of California, Los Angeles, 621 Charles E. Young Drive
South, Los Angeles, CA 90095-1606, USA.
U
Department of Ecology and Evolutionary Biology, University of Arizona, Tucson, AZ, USA.
V
Institute of Botany, Faculty of Biology and Preclinical Medicine, University of Regensburg, D-93040, Regensburg,
Germany.
W
Department of Ecology and Evolutionary Biology, Princeton University, Princeton, NJ 08544, USA.
X
Centro Agronómico Tropical de Investigación y Enseñanza, CATIE 7170, Cartago, Turrialba 30501, Costa Rica.
Y
Corresponding author. Email: [email protected]
A
Journal compilation © CSIRO 2016
www.publish.csiro.au/journals/ajb
2
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
Resumen. Los caracteres funcionales de plantas son los atributos (morfológicos, fisiológicos, fenológicos) que representan las estrategias
ecológicas y determinan cómo las plantas responden a los factores ambientales, afectan a otros niveles tróficos e influencian las propiedades
del ecosistema. La variación en los caracteres funcionales de plantas, y síndromes de caracteres, han sido útiles para abordar muchas
preguntas ecológicas importantes a diversas escalas, dando lugar a una demanda de métodos estandarizados para medir caracteres funcionales
de plantas con significado ecológico. Esta línea de investigación ha estado entre las más fructíferas formas de comprender los patrones y
procesos ecológicos y evolutivos. También tiene el potencial tanto de construir un conjunto predictivo de relaciones locales, regionales
y globales entre plantas y ambiente, como de cuantificar un amplio rango de procesos (sean estos motivados por factores naturales o
humanos), incluyendo cambios en la biodiversidad, impactos de las especies invasoras, alteraciones en los procesos biogeoquímicos y
de las interacciones entre la vegetación y la atmósfera. La importancia de estos temas determina la urgente necesidad de más y mejores
datos, e incrementa el valor de los protocolos estandarizados para cuantificar las variaciones de los caracteres de las diferentes especies, en
particular para caracteres con la capacidad de predecir procesos a nivel de planta y de ecosistema, y para caracteres que pueden ser medidos
con relativa facilidad. Este manual, que es una versión actualizada y expandida de la ampliamente usada versión previa, conserva el foco
sobre las recetas “paso a paso” claramente presentadas, y ampliamente aplicables, con un mínimo de texto sobre la teoría; y no sólo incluye
métodos actualizados para los caracteres tratados en aquella versión, sino que también presenta nuevos protocolos para más caracteres.
Este nuevo manual tiene un mejor balance entre caracteres de plantas enteras, caracteres foliares, caracteres de raíces y tallos y caracteres
regenerativos, y pone particular énfasis en caracteres de importancia para predecir el efecto de las especies sobre propiedades claves del
ecosistema. Esperamos que este nuevo manual se convierta en una compañía habitual en los esfuerzos locales y globales para aprender
sobre las respuestas e impactos de las diferentes especies de plantas con respecto a los cambios ambientales en el presente, pasado y futuro.
Palabras clave: biodiversidad, ecofisiología, dinámica de los ecosistemas, funciones de los ecosistemas, cambio ambiental, morfología de
plantas.
Índice
Introducción y discusión ............................................. 3
1. Selección de especies e individuos ........................ 4
1.1. Selección de especies ........................................ 4
1.2. Selección de individuos dentro de especies........ 7
1.3. Medición de réplicas........................................... 7
2. Caracteres de planta................................................ 7
2.1. Historia de vida y longevidad máxima .............. 7
2.2. Forma de vida..................................................... 9
2.3. Forma de crecimiento ........................................ 9
2.4. Altura de la planta ............................................. 11
2.5. Clonalidad, banco de yemas y órganos de
almacenamiento subterráneos ............................ 13
2.6. Espinosidad......................................................... 14
2.7. Arquitectura de la planta ................................... 15
2.8. Relación área foliar:área de albura .................... 16
2.9. Proporción de biomasa invertida en raíces ........ 17
2.10. Resistencia a la salinidad ................................... 18
2.11.Tasa de crecimiento relativo y sus componentes
.................................................................. 19
2.12. Inflamabilidad de plantas ................................... 21
2.13. Caracteres relacionados al uso del agua ............ 24
3. Caracteres de hojas ................................................ 27
3.1. Área foliar específica ......................................... 27
3.2. Área foliar .......................................................... 31
3.3. Contenido de materia seca foliar ....................... 32
3.4. Espesor foliar ..................................................... 32
3.5. pH de hojas verdes o de la hojarasca ................. 34
3.6. Concentración de nitrógeno foliar y fósforo foliar
........................................................................... 35
3.7. Resistencia física de las hojas ............................ 36
3.8. Longevidad y duración del follaje verde ........... 39
3.9. Densidad de nervaduras ..................................... 42
3.10. Tasa fotosintética en saturación de luz .............. 43
3.11. Respiración foliar en oscuridad ......................... 43
3.12. Vía metabólica fotosintética .............................. 44
3.13. Composición de isótopos de carbono como medida
de la eficiencia intrínseca en el uso de agua... 46
3.14. Pérdida de electrolitos como indicador de la
sensibilidad a las heladas ................................... 47
3.15. Potencial hídrico foliar como una medida del estatus
hídrico de la planta ............................................ 49
3.16. Palatabilidad de hojas en función de la preferencia
por herbívoros modelo ....................................... 51
3.17. Descomponibilidad de broza ............................. 52
4. Caracteres del tallo .................................................. 56
4.1. Densidad específica del tallo ............................. 56
4.2. Contenido de materia seca y tiempo de secado de
ramas terminales ................................................ 58
4.3. Espesor de la corteza (y calidad de corteza) ...... 59
4.4. Conductividad del xilema .................................. 60
4.5. Vulnerabilidad al embolismo ............................. 62
5. Caracteres de raíces y órganos subterráneos .......... 63
5.1. Longitud específica de la raíz ............................ 64
5.2. Morfología del sistema radical .......................... 65
5.3. Estrategia de absorción de nutrientes ................ 67
6. Caracteres regenerativos ........................................ 67
6.1. Síndrome de dispersión ..................................... 67
6.2. Tamaño y forma del propágulo .......................... 68
6.3. Potencial de dispersión ...................................... 69
6.4. Masa de la semilla ............................................. 70
6.5. Morfología funcional de la plántula .................. 71
6.6. Capacidad de rebrote luego de un disturbio ...... 72
Agradecimientos .......................................................... 73
Referencias ................................................................... 74
Apéndice I .................................................................... 91
New handbook for measurement of plant traits Introducción y discusión
Los cambios ambientales globales tales como los cambios
en el clima y en la composición dela atmósfera, en el uso de
la tierra y los intercambios bióticos están desencadenando
cambios sin precedentes en los ecosistemas. La necesidad
de entender y predecir todas estas transformaciones ha
dado un nuevo estímulo a la larga tradición del estudio de
las características de las plantas (caracteres) que reflejan
las estrategias ecológicas de las especies y que determinan
cómo esas plantas responderán a distintos factores
ambientales, cómo afectarán a otro niveles tróficos, o cómo
influirán en las propiedades de un ecosistema (Kattge et al.
2011). Existe cada vez más evidencia de que la variación
en las características de las plantas, y en los síndromes de
asociación de estas características, tanto dentro como entre
especies, puede afectar a diversos procesos ecosistémicos
a distintas escalas. Como resultado de esto, existe en la
actualidad una fuerte demanda de métodos estandarizados de
medición de caracteres de plantas con significado ecológico.
El predecesor del presente manual (Cornelissen et al. 2003)
fue escrito con el objetivo de responder a esa necesidad. En el
trabajo de Cornelissen et al. (2003) se presentaban ‘recetas’
para la medición de caracteres de manera estandarizada y
simple de manera de poder ser utilizadas por investigadores
de distintos lugares del mundo y sobre distintas floras. La
presente versión actualizada es una extensión de esa iniciativa
colectiva global, y posee un alcance aún más amplio.
La identificación de compromisos generales en las
características de las plantas, de síndromes de asociación
de esas características y su relación con las estrategias
ecológicas de especies en distintas floras, taxa y ecosistemas
ha sido el foco de numerosos estudios en ecología vegetal.
Así, estas preguntas han atraído el interés de numerosos
investigadores en la últimas décadas (Chapin et al. 1993;
Grime et al. 1997; Reich et al. 1997; Cornelissen et al. 1999;
Aerts and Chapin 2000; Westoby et al. 2002; Díaz et al.
2004; Wright et al. 2004; Cornwell et al. 2008; Baraloto et
al. 2010a; Freschet et al. 2010; Ordóñez et al. 2010; Kattge
et al. 2011, entre otros). Existe abundante evidencia de que
Australian Journal of Botany
3
los caracteres de las plantas y sus síndromes de asociación
afectan significativamente los procesos y servicios
ecosistémicos (para resúmenes del tema ver Lavorel and
Garnier 2002; Díaz et al. 2007; Chapin et al. 2008; De Bello
et al. 2010; Cardinale et al. 2012). Como consecuencia, las
aproximaciones basadas en caracteres han ganado impulso en
los campos de la agronomía y las ciencias forestales (por ej.
Brussaard et al. 2010; Garnier and Navas 2012), la ecología
de la conservación (por ej. Mace et al. 2010), los estudios
arqueobotánicos (por ej. Jones et al. 2010) e incluso en la
interfase entre la evolución y la ecología de las comunidades
y los ecosistemas (por ej. Edwards et al. 2007; CavenderBares et al. 2009; Faith et al. 2010; Srivastava et al. 2012).
La cuantificación de los cambios en la vegetación ante
las modificaciones en el clima a escala global ha mejorado
significativamente a través del uso de modelos dinámicos
de vegetación global (o DGVMs por sus siglas en inglés)
(Cramer et al. 2001; Arneth et al. 2010). Sin embargo, los
actuales modelos dinámicos de vegetación global no han
incorporado aún la variación continua en los caracteres
de las plantas, ni a nivel de especie y tampoco a nivel de
tipos funcionales (Cornwell et al. 2008). Las próximas
generaciones de modelos podrían beneficiarse con la
incorporación de caracteres funcionales y síndromes que
sean suficientemente simples y generales como para ser
analizados a escala regional o global, y al mismo tiempo
suficientemente informativos como para relacionarlos con
la dinámica biogeoquímica, la dispersión y los disturbios a
gran escala (Ollinger et al. 2008; Stich et al. 2008; Doherty
et al. 2010; Harrison et al. 2010; Ma et al. 2010).
Como consecuencia de esta explosión de interés tanto
práctico como teórico, ha habido una rápida expansión en
el desarrollo de bases de datos a nivel regional y global
(por ej. Díaz et al. 2004; Wright et al. 2004; Kleyer et al.
2008; Cornwell et al. 2008; Chave et al. 2009; Paula et al.
2009; Baraloto et al. 2010a; Zanne et al. 2010; Fortunel et
al. 2012; Patiño et al. 2012). En particular la Iniciativa TRY
(Kattge et al. 2011; ver también Caja 1) está recopilando una
base de datos comunitaria de caracteres de plantas a nivel
Caja 1. Enlaces útiles para quienes trabajan con caracteres funcionales de plantas
Para encontrar protocolos y actualizaciones en línea relacionadas con este manual: Núcleo Diversus/Nuevo Manual de Caracteres (http://www.
nucleodiversus.org/index.php?mod=page&id=79)
Para enviar comentarios, sugerencias y correcciones sobre los manuscritos descriptos en esta página comuníquese con: traitshandbook@gmail.
com
Si está buscando protocols complementarios a los aquí desciptos para medir caracterísicas (eco-) fisiológicas así como para mediciones
ambientales consulte la página de Promethus Wiki (Sack et al. 2010; http://prometheuswiki.publish.csiro.au/tiki-index.php).
Si está interesado en compartir datos sobre caracteres funcionales de plantas (tanto para proveerlos como para consultarlos)
comuniques con TRY Worldwide Initiative and Database (Kattge et al. 2011; www.try-db.org).
Si su objetivo es realizar cálculos de indicadores de diversidad funcional a partir de datos de caracteres, dirijase a FDiversity Free Software
Package (Casanoves et al. 2011; www.fdiversity.nucleodiversus.org).
4
Australian Journal of Botany mundial. Esta iniciativa constituye un paso sin precedentes
para mejorar la capacidad de la comunidad científica para
acceder y utilizar la información sobre caracteres de plantas.
En este contexto, la estandarización de protocolos aplicables
a situaciones y contextos geográficos muy diversos se torna
aún más importante que en el pasado.
En este manual consideramos que un carácter funcional
de planta (también rasgo funcional o característica funcional
en castellano) es toda característica morfológica, fisiológica
o fenológica, medible a nivel de individuo, desde el nivel
de célula al nivel de organismo, y con potencial para afectar
su desempeño ecológico (McGill et al. 2006; Lavorel et al.
2007; Violle et al. 2007) así como de afectar al ambiente
donde se desarrolla ese individuo (Lavorel and Garnier
2002). Tal como proponen Lavorel et al. (2007) llamamos
‘atributo’ al valor particular que toma un carácter en un
lugar y en un tiempo dado. Los caracteres funcionales
abordados en este manual incluyen desde indicadores muy
simples del funcionamiento de una planta en el ecosistema
(por ej. concentración de nutrientes como indicador tanto de
tasas metabólicas como de la calidad de ese material como
alimento para herbívoros) hasta medidas de funcionamiento
en sí mismas (por ej. palatabililidad, descomponibilidad,
capacidad de rebrote después del fuego), siempre que sean
medidas a nivel de especie. Los caracteres contenidos en
este manual constituyen un grupo de caracteres funcionales
de plantas vasculares que: (1) pueden, al mismo tiempo,
representar respuestas claves a cambios ambientales así
como efectos clave de las especies sobre procesos y servicios
ecosistémicos a distintas escalas, (2) pueden contribuir
a responder preguntas de teoría ecológica y evolución al
mismo tiempo que preguntas prácticas relacionadas con
la conservación y con el manejo del paisaje (ver Caja 2
para una discusión sobre este punto), y (3) en la mayoría
de los casos representan mediciones simples, económicas
y estandarizadas que pueden ser fácilmente repetidas en
muchos biomas y regiones.
El manual que aquí presentamos es un ‘libro de recetas’
que puede ser usado tanto en el campo como en el laboratorio.
Contiene protocolos detallados, paso por paso, para la
medición directa e, idealmente, inequívoca de caracteres
funcionales de plantas en distintos biomas terrestres. Para
lograr este objetivo debimos tomar algunas decisiones
difíciles. Por un lado, no presentamos una lista exhaustiva
de todos los caracteres que potencialmente podrían medirse,
ni tampoco pretendemos brindar una descripción minuciosa
de la teoría por detrás de cada carácter. El presente
manual se concentra en caracteres y métodos que han sido
consensuadamente identificados como útiles, confiables, y
factibles de ser aplicados a esfuerzos comparativos a gran
escala. Algunos de estos caracteres son muy conocidos y han
sido ampliamente usados, mientras que otros, representan
métodos relativamente novedosos. Hemos puesto particular
N. Pérez-Harguindeguy et al.
énfasis en aquellos protocolos apropiados para áreas con
gran riqueza de especies, con floras parcialmente conocidas,
y con presupuestos modestos. Dentro de la receta de cada
carácter presentamos un resumido contexto ecológico y una
corta lista de referencias que pueden brindar más detalles
en relación al significado del carácter, la metodología
utilizada y la existencia de bases de datos que lo incluyen.
La sección principal de la receta contiene un protocolo
breve y estandarizado, y bajo el título Casos especiales
y extras, brindamos indicaciones relativas a métodos o
parámetros adicionales así como sugerencias para proceder
en casos especiales, ya sean situaciones especiales de
campo o especies con características particulares. Aquellos
lectores que estén interesados pueden encontrar métodos
complementarios a los presentados en este manual, así como
discusiones y comentarios relacionados, en las páginas de
internet indicadas en la Caja 1. Debemos aclarar que no
hemos incluido citas específicas dentro de las recetas de cada
carácter. Esperamos que los autores de las publicaciones
relevantes (muchos de ellos citados al final de cada receta)
sepan comprender esta elección, hecha sólo para simplificar
y abreviar el texto, pero en completo reconocimiento de
la importancia que cada uno de ellos y muchos otros han
realizado a la teoría y a los procesos de medición de los
caracteres aquí presentados.
Este nuevo manual al mismo tiempo actualiza la teoría,
los métodos y las bases de datos cubiertas por su predecesor
(Cornelissen et al. 2003), y brinda protocolos para varios
caracteres funcionales adicionales, en particular para aquellos
que son medidos en órganos distintos de la hoja. Al mismo
tiempo, el presente manual tiene una mejor cobertura de (1)
métodos de medición apropiados para ser usados en biomas
y ecosistemas poco estudiados hasta el momento, (2) floras
con adaptaciones especiales y (3) funciones de las plantas
relacionadas con el reciclado de carbono y nutrientes, la
herbivoría, la dinámica del agua y el fuego. Esperamos que el
foco en técnicas prácticas y recetas simplificadas sirva para
que este manual se transforme en una fuente de consulta útil
para estudios de laboratorio y de campo en todo el mundo.
Alentamos a los usuarios a que compartan sus experiencias
e impresiones con nosotros tanto sobre cuestiones generales
del manual como sobre detalles específicos de los protocolos
(ver Caja 1), para que la próxima edición de este manual sea
aun mejor como compañero de trabajo!!!
1 Selección de especies e individuos
La siguiente sección es una guía para seleccionar especies (e
individuos dentro de las especies) con el objetivo de realizar
mediciones de caracteres funcionales. También se presentan
algunas consideraciones generales sobre el número de
réplicas. Finalmente, en el Apéndice 1 hemos listado el
número de réplicas recomendado para cada carácter.
New handbook for measurement of plant traits 1.1 Selección de especies
Los objetivos de cada investigación son los que, en última
instancia, determinarán sobre qué especies realizar mediciones
de caracteres. Por ejemplo, para analizar la variación en
los valores de caracteres a nivel de especie, identificar
estrategias o síndromes generales de uso de recursos,
o analizar compromisos entre caracteres a escala local,
regional o global (por ejemplo Reich et al. 1997; Westoby
Australian Journal of Botany
5
et al. 1998; Díaz et al. 2004; Wright et al. 2004; Gubsch et
al. 2011), recomendamos seleccionar especies o poblaciones
de una amplia variedad de ambientes y grupos filogenéticos.
Si las preguntas son de tipo macroevolutivo, por ejemplo
sobre la historia evolutiva de ciertos atributos funcionales,
o las transformaciones de los síndromes adaptativos de
diferentes linajes a lo largo de su historia, la selección de
especies deberá tener en cuenta criterios filogenéticos, como
Caja 2. ¿Por qué medir caracteres de plantas? ¿Qué caracteres medir?
Los caracteres funcionales de plantas brindan una mejor percepción de las restricciones y las oportunidades que encuentran las
plantas en diferentes hábitats que la imagen ofrecida por la identidad taxonómica (Southwood 1977; Grime 1979). Los caracteres
funcionales permiten comprender como la biodiversidad funcional, en un sentido amplio de su significado, se relaciona con los
procesos ecosistémicos y con los beneficios que las personas derivan de ellos (Chapin et al. 2000; Díaz et al. 2007). Al mismo
tiempo, estos caracteres ofrecen la oportunidad de comparar ecosistemas distantes con muy poca superposición taxonómica (Reich
et al. 1997; Díaz et al. 2004; Cornwell et al. 2008). Muchas veces, este enfoque de caracteres, permite una comprensión única de
preguntas teóricas y prácticas, aunque no necesariamente de manera menos laboriosa o más económica que otros enfoques.
¿Qué caracteres medir para responder a qué preguntas?
Evidentemente ningún manual podría indicar de manera inequívoca cuáles son los caracteres adecuados a medir. La respuesta
dependerá de las preguntas del investigador, de las características ecológicas y de la escala del área de estudio, así como de
circunstancias prácticas. Por ejemplo, no tiene mucho sentido comparar la suculencia de especies dentro un ambiente muy húmedo,
o la inflamabilidad dentro de un área que se quema muy raras veces. Estas mismas comparaciones, sin embargo, pueden ser muy
interesantes como referencia en estudios a gran escala geográfica. En realidad, más que limitar la curiosidad de los investigadores,
el objetivo de este manual es más bien inspirar a aquellos que puedan desarrollar nuevos métodos de medición no cubiertos en este
trabajo de manera de poder responder cada vez más preguntas nuevas e interesantes en el futuro. Algunos ejemplos de caracteres
interesantes no incluidos aquí se pueden encontrar en el texto introductorio del trabajo de Cornelissen et al. (2003).
Probablemente el principal criterio para decidir qué caracteres medir es el proceso que nos interesa. Por ejemplo: ¿El estudio
apunta al diseño fundamental de plantas u órganos en respuesta a la variación ambiental en el presente o apunta a las fuerzas
evolutivas que generaron el actual espectro de diseños? ¿Nos interesa el crecimiento vegetativo, la reproducción o la dispersión
a través del paisaje? ¿Nuestros objetivos involucran supervivencia en respuesta a disponibilidad de recursos o a la intensidad de
disturbios? ¿La pregunta es acerca de la respuesta a o el efecto de agua, nutrientes, o regímenes de fuego? ¿Nos interesa conocer
la retroalimentación que puede ejercer la vegetación sobre la atmósfera y el clima? ¿Queremos estudiar el desempeño de estadios
juveniles o la persistencia de adultos? ¿Involucra nuestro estudio a polinizadores, dispersores o herbívoros? ¿Los procesos que
queremos predecir ocurren sobre el suelo o en él? ¿Nuestro interés está en detectar grandes diferencias a través de o entre regiones
o continentes o sutiles diferencias entre individuos o poblaciones? ¿Queremos analizar o predecir la provisión de determinados
servicios ecosistémicos? Todas estas preguntas así como otro tipo de preguntas tendrán impacto en la selección de caracteres a medir.
Aunque no hay ningún límite para el número de caracteres relevantes a ser medidos en los distintos contextos, diversos autores
han identificado un pequeño subgrupo que se considera relevante de manera casi universal debido a que son parte fundamental del
ciclo de vida de una planta (Grime et al. 1997; Westoby 1998). Estos caracteres son el tamaño de la planta (usualmente medido
como altura de la planta), el tamaño de la semilla (usualmente medido como masa de la semilla), y la estructura de los tejidos de la
hoja (medido como área foliar específica o contenido de materia seca foliar). Además de estos caracteres básicos, existen algunos
caracteres que son considerados fundamentales por su importancia en el uso de recursos de las plantas, en la regeneración, en la
dispersión o en la respuesta a disturbios (Hodgson et al. 1999; McIntyre et al. 1999; Weiher et al. 1999; Lavorel and Garnier 2002;
Knevel et al. 2003). Una discusión profunda sobre la pertinencia de cada carácter excede los objetivos de este manual por lo que
recomendamos a los interesados la lectura de los artículos mencionados para una primera introducción en el tema. Para preguntas
más específicas, el breve contexto ecológico que incluye la descripción de cada caracteres, y más aún las referencias incluidas al
final pueden ayudar a la identificación de los caracteres más apropiados. Las consideraciones logísticas y financieras son importantes
también. Por ejemplo, si los recursos son escasos para medir tasa relativa de crecimiento en cientos de especies a lo largo de
un gradiente de productividad, la medición de las áreas foliares específicas y las densidades específicas de leño de las mismas
especies puede constituir un representación útil, aunque menos precisa, de patrones generales de variación en el crecimiento y la
productividad vegetal. De manera similar, la elección de caracteres puede ser ligeramente diferente si el factor limitante es mano
de obra o acceso a laboratorios de análisis de precisión, o si el proyecto involucra una sola campaña de medición intensiva por
especialistas bien entrenados o si las mediciones serán realizadas en sucesivos viajes de campo por ayudantes no especializados. Las
recetas que aquí brindamos, incluyendo los comentarios de la sección Casos especiales o extras, deberían ayudar a tomar la decisión
sobre qué caracteres medir.
6
Australian Journal of Botany por ejemplo la inclusión de representantes de distintos
clados. En este último caso podría ser poco relevante la
abundancia local de las especies. En cambio, si se intenta
comprender cómo las variables ambientales estructuran las
características de la vegetación, o cómo las características de
la vegetación afectan los flujos locales de materia y energía
(por ejemplo la productividad primaria y secundaria o el
reciclado de carbono, agua o nutrientes), el criterio principal
para la selección de especies debería ser su abundancia
local. En esos últimos casos, se recomienda seleccionar
las especies de manera de alcanzar aproximadamente el
80% de la abundancia relativa acumulada (ver Garnier
et al. 2004, Pakeman and Quested 2007; abajo se brindan
más especificaciones sobre medidas de abundancia). En
comunidades con riqueza particularmente alta por unidad de
área, si ésta está además combinada con alta equitatividad, se
pueden hacer excepciones a este criterio, ya que la aplicación
del mismo sería operativamente impracticable. Un ejemplo
de este tipo de comunidades son las selvas tropicales y los
fynbos del Sur de África, en los cuales en algunos casos para
alcanzar el umbral del 80% de la biomasa deberían medirse
más de 100 especies.
Cuando la vegetación es predominantemente leñosa,
es recomendable incluir las especies más abundantes del
sotobosque aún si su biomasa es mucho menor que la de las
especies del dosel (en particular cuando se intenta averiguar
las respuestas o efectos de toda la comunidad o cuando el
análisis es a nivel ecosistémico). En comunidades herbáceas,
la contribución de distintas especies puede variar de manera
estacional. Debido a esto, como primer paso, sugerimos que
la abundancia relativa de las especies, así como los caracteres,
sean medidos durante el pico de la estación de crecimiento de
cada comunidad. Debe tenerse en cuenta que esto no siempre
aplica a las estructuras reproductivas, las cuales deben ser
medidas cuando están presentes y totalmente desarrolladas,
aunque esto no coincida con la etapa de máximo crecimiento
vegetativo.
Por su parte, si las preguntas de interés apuntan a la
comparación entre distintas comunidades o al monitoreo
de tendencias en propiedades ecosistémicas a lo largo
de gradientes ambientales (por ejemplo gradientes de
contaminación, clima o fertilidad del suelo), las especies
deberían ser seleccionadas en función de la sensibilidad de
sus atributos al factor de interés. En este caso también debería
ser considerada la importancia local y regional de la especie,
así como la factibilidad de encontrarlas e identificarlas en
el campo (independientemente de su abundancia relativa)
(Ansquer et al. 2009; De Bello et al. 2011). En este sentido
puede ser útil distinguir entre caracteres que son más
‘variables’ y otros que son más ‘estables’ (Garnier et al.
2007). A pesar de que la mayoría de los caracteres presentan
algo de variabilidad intraespecífica a lo largo de gradientes
ambientales, la variación de los llamados ‘caracteres estables’
es baja, comparada con su variación interespecífica. Lo
N. Pérez-Harguindeguy et al.
opuesto ocurre con los llamados ‘caracteres variables’. Esto
implica que los caracteres variables deberían medirse en más
de un sitio o condición a lo largo del gradiente estudiado
(Garnier et al. 2007). Entre los caracteres variables se
encuentra la altura vegetativa y reproductiva de la planta, el
contenido de nutrientes en las hojas, el período de floración,
la arquitectura de la planta y la espinosidad. Dentro de los
caracteres considerados relativamente estables se encuentran
los caracteres categóricos como forma de vida, capacidad
de formar clones, modo de dispersión y polinización, y, en
menor grado, tipo de vía fotosintética (C3 o C4). Algunos
caracteres cuantitativos, como contenido de materia seca
de hoja o de rama, o dureza de hoja pueden ser ‘estables’
a lo largo de ciertos gradientes, por ejemplo de nutrientes o
disturbio, pero no a lo largo de otros, por ejemplo gradientes
de luz (Poorter et al. 2009). En otras palabras, las especies
pueden diferir en cuáles son los caracteres cuantitativos
más estables a lo largo de un gradiente dado. Debido a eso
recomendamos poner a prueba si un carácter es estable o
variable antes de definir la forma de considerarlo (Albert
et al. 2010, 2012; Hulshof y Swenson 2010; Messier et al.
2010; Moreira et al. 2012).
En el Apéndice 1 presentamos indicadores aproximados
de la variabilidad intraespecífica para algunos de los
caracteres cuantitativos presentados en este manual
(coeficientes de variación, o sea el desvío estándar dividido
por la media; a partir de aquí nos referiremos al mismo
como CV). También mostramos las unidades de medida
usadas más frecuentemente y los rangos de valores que
pueden encontrarse en las mediciones. El Apéndice resume
información obtenida de datos de campo en estudios
realizados en ambientes contrastantes en distintas partes del
mundo. Debido al bajo número de réplicas que generalmente
se usa, las estimaciones individuales poseen cierta
incertidumbre (y el CV suele incrementarse a medida que la
escala se incrementa). A pesar de esto, al observar el rango
de CV calculado a lo largo de numerosas especies diferentes,
se puede obtener una estimación razonable de la variabilidad
intraespecífica típica. En el Apéndice 1 presentamos los
percentiles 20o y 80o de la distribución del CV.
El modo en que se debe medir la abundancia de las
especies para alcanzar el 80% de la abundancia acumulada
(por ejemplo si corresponde realizar transectas, seleccionar
puntos o cuadrados distribuidos al azar o en forma
sistemática) excede el alcance de este manual y además es un
tema que se ha cubierto extensamente en diversos manuales
de ecología vegetal y ciencias de la vegetación. Sin embargo,
debe tenerse en cuenta que distintos métodos son más
apropiados dependiendo de las distintas preguntas ecológicas
planteadas (y sus caracteres asociados) (Lavorel et al. 2008;
ver también Baraloto et al. 2010b para bosques tropicales en
particular). Una alternativa a la estimación de la abundancia
relativa está representada por los enfoques no taxonómicos
de medición de caracteres. Estos enfoques permiten capturar
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits la contribución de las especies más abundantes de manera
efectiva. Bajo este enfoque se incluye la medición de
caracteres sin tener en cuenta la identidad de la especie, a
lo largo de transectas (método ‘transecta de caracteres’,
Gaucherand y Lavorel 2007), o alrededor de un punto de
muestreo (método ‘caracteres al azar’, adecuado cuando
la estructura de la copa es relativamente simple, Lavorel
et al. 2008). Los métodos no taxonómicos de medición de
caracteres han sido utilizados en bosques tropicales, en los
cuales las mediciones se basan fundamentalmente en la
frecuencia o área basal de los árboles individuales (Baraloto
et al. 2010b). Debe tenerse en cuenta que los valores de
caracteres obtenidos a través de estos métodos pueden diferir
de aquellos obtenidos mediante los métodos tradicionales
que seleccionan individuos robustos y de ‘aspecto saludable’
para la medición de caracteres (ver Sección 1.2).
1.2 Selección de individuos dentro de las especies
Para realizar comparaciones sólidas entre especies, los
caracteres deben ser medidos en individuos adultos,
reproductivos y de apariencia saludable, excepto cuando los
objetivos particulares del trabajo requieran otro criterio. Para
evitar interacción entre los valores de caracteres y los gradientes
de luz, sugerimos realizar las mediciones en individuos
ubicados en ambientes bien iluminados, preferentemente
a plena luz. Esto es particularmente importante para la
medición de algunos caracteres de hoja (ver Sección 3.1).
Evidentemente este criterio genera problemas para aquellas
especies cuyo hábitat es naturalmente umbrío (especies del
sotobosque bajo dosel muy cerrado, o especies que se ubican
muy cercanas al suelo en pastizales multiestratificados).
Para esos casos recomendamos seleccionar las hojas de
los ambientes menos sombríos en los que se encuentra la
especie (de manera de poder seleccionar hojas que se vean
sanas y no descoloridas, ver también Sección 3.1). Además
debe evitarse la recolección de individuos severamente
afectados por herbívoros o patógenos. Para lograr una mayor
consistencia entre las mediciones, recomendamos utilizar el
mismo individuo para medir la mayor cantidad de caracteres
posibles. La definición de un ‘individuo’ puede ser difícil en
el caso de especies con crecimiento clonal (ver Sección 2.5),
por lo tanto, la unidad fundamental de medición es en realidad
el ramet, definido aquí como un una unidad reconocible de
tallo aéreo con hojas y raíces propias. Este criterio es al mismo
tiempo pragmático y con sentido ecológico debido a que, en
general, los genets son siempre difíciles de identificar en el
campo. Además, de cualquier manera, el ramet es finalmente
la unidad de interés para la mayoría de las preguntas sobre
funcionamiento y caracteres. A pesar de esto, debe tenerse
en cuenta que seleccionar ramets vecinos podría implicar
que las muestras no sean biológicamente independientes
para un análisis estadístico a nivel de especie. Dentro de
una población, los individuos para realizar mediciones de
caracteres deben ser seleccionados aleatoriamente o usando
7
un método sistemático involucrando transectas, cuadrados,
etc.
1.3 Réplicas
Los atributos funcionales son a menudo usados de manera
comparativa para clasificar las especies en grupos funcionales
o analizar la variación intra- e inter-específica de los mismos
caracteres. También se los usa para analizar la variación de las
características de las especies entre ecosistemas o regiones
geográficas. Este tipo de investigaciones implica, casi
inevitablemente, un conflicto entre la escala y la precisión
de las mediciones. Teniendo en cuenta que cualquier estudio
posee restricciones de tiempo y esfuerzo, cuanto mayor
sea el número de especies medidas, menor será el número
de réplicas que puedan considerarse para cada especie. El
número de individuos independientes (réplicas) seleccionado
para las mediciones dependerá entonces de la variabilidad
natural intraespecífica en el carácter de interés (ver Sección
1.1 donde se discute la variabilidad intraespecífica), así como
del número o rango de especies a medir. En el Apéndice 1
indicamos los números de réplicas mínimos y preferidos
para diferentes caracteres, sobre la base de la experiencia
práctica. Sin embargo, el tamaño muestral más apropiado
dependerá de los objetivos y en alcance del estudio.
Idealmente, los investigadores deberían evaluar la variación
intraespecífica (CV) de los caracteres en los sitios de estudio
antes de tomar decisiones sobre los tamaños muestrales.
En comparaciones interespecíficas a gran escala es posible
tomar un menor número de muestras de cada especie,
mientras que en estudios que involucren un número de
especies pequeño o un gradiente local, o poco pronunciado,
puede ser necesario realizar un muestreo más intensivo de
cada especie. Recomendamos fuertemente cuantificar la
contribución relativa de la variación intra e interespecífica.
Para hacer esto, se pueden usar análisis formales de potencia
estadística sobre la base de una varianza establecida o
conocida entre individuos comparada con la varianza entre
especies. Muchos paquetes estadísticos incluyen rutinas
para realizar análisis de potencia, así como para analizar los
componentes de la varianza (usados normalmente para hacer
particiones de la varianza a nivel de especies vs. individuos).
Los modelos mixtos constituyen otro grupo de técnicas
estadísticas, más potentes y complejas, para realizar análisis
similares (Albert et al. 2010; Messier et al. 2010; Moreira et
al 2012).
2 Caracteres de planta
2.1 Historia de vida y longevidad máxima
La longevidad de las plantas (generalmente medida en
años) se define como el período de tiempo desde su
establecimiento hasta que no quedan partes vivas de ese
8
Australian Journal of Botany individuo, determinado por características intrínsecas de la
planta, aunque las condiciones ambientales sean favorables.
Por ejemplo, aunque las condiciones ambientales favorables
para la supervivencia persistan por décadas o aún siglos, una
planta anual morirá luego de una temporada de crecimiento
y reproducción, algunas plantas perennes vivirán algunas
décadas y otras continuarán creciendo luego de un par
de siglos. Si bien la longevidad máxima es intrínseca, el
predominio de plantas de longevidad corta o larga da indicios
del régimen climático, de disturbio y de uso de la tierra de
un lugar.
La longevidad en las plantas no clonales es limitada,
pero podría considerarse casi ilimitada en las plantas
clonales. La longevidad máxima está fuerte y positivamente
asociada con los regímenes de estrés ambiental, por ejemplo
bajas temperaturas y baja disponibilidad de nutrientes, que
retardan el crecimiento. Por el contrario, la relación con la
frecuencia de disturbios es generalmente negativa, aunque
las plantas clonales longevas (rebrotadoras) podrían tolerar
también disturbios frecuentes.
Se considera que podría haber un compromiso entre
la longevidad máxima y la dispersión en el tiempo y en
el espacio. A menudo, las especies más longevas poseen
bancos de semillas de corta duración y producen semillas
o frutos con bajo potencial de dispersión. En contraste, las
especies efímeras a menudo poseen bancos de semillas muy
persistentes y/o alto potencial de dispersión.
¿Cómo realizar las mediciones?
(A) Historia de vida
Esta clasificación distingue los tipos más comunes de
momento de ocurrencia y de duración del comportamiento
reproductivo de plantas individuales en ausencia de
disturbios o catástrofes.
I. Anual: la planta envejece y muere luego de la primera
estación de crecimiento (desde semilla), luego de
producir semillas, las que podrán propagar una nueva
planta en el futuro (una planta anual de invierno
germinará al final del verano o en otoño, entonces tiene
dos temporadas, aunque la primera podría ser muy
corta).
II. Bianual: hay crecimiento vegetativo durante la primera
temporada; en la segunda temporada producen flores y
semillas, seguidas por la senescencia y muerte del tallo
y del sistema radical.
III. Perenne: el individuo sobrevive por al menos tres
estaciones de crecimiento.
a. Perennes monocárpicas: Luego de varias a muchas
estaciones de crecimiento vegetativo, la planta
produce semillas, para luego envejecer y morir.
N. Pérez-Harguindeguy et al.
b. Perennes policárpicas. El tallo completo, o buena
parte de él y el sistema radical, sobreviven al período
desfavorable o de dormición entre dos estaciones de
crecimiento; a lo largo de los años, los tallos tienen
engrosamiento lateral.
1. Perennes herbáceas: tallos aéreos (y algunas
veces raíces) mueren cuando termina la estación
de crecimiento; en la siguiente estación nuevos
tallos crecen desde un órgano vegetativo
(pueden ser bulbos, cormos, rizomas o la
corona de la raíz (base del tallo con yemas, o
hemicriptófitas) cerca o debajo de la superficie
del suelo.
2. Perennes leñosas: de una estación de crecimiento
a la otra conservan vivas algunas ramas portadoras
de hojas, las cuales mueren al final de su tercera
estación de crecimiento o posteriormente a ésta.
Distinción cualitativa entre las categorías de historia de
vida
Toda planta que posea algún órgano que persiste la
estación desfavorable distinto de las semillas se considera
siempre perenne o bianual (en este último caso sólo a
través de una raíz principal reservante). Si la planta es
bianual, debería haber individuos con raíces reservantes
y sin inflorescencias, y otros con ambas. Una planta que
carece de órganos de persistencia especializados puede
aun ser perenne a través del rebrote desde la corona de la
raíz. Si esto sucede, la corona normalmente poseerá marcas
o cicatrices de las yemas de anteriores estaciones y puede,
eventualmente, volverse bastante gruesa e incluso leñosa
(un caudex o lignotubérculo). En contraste, la raíz de una
planta anual es relativamente blanda y flexible y mantiene
su espesor en la transición hacia el tallo. Una planta perenne
en su primer año de crecimiento se asemeja a una anual en
esos aspectos, excepto porque las plantas perennes salvajes
generalmente no florecen en su primer año, mientras que
las anuales lo hacen siempre (aunque muchas perennes de
interés hortícola han sido seleccionadas para florecer en su
primera temporada).
(B) Medición cuantitativa de la longevidad máxima
En gimnospermas y angiospermas, incluso en algunas no
leñosas, la longevidad máxima puede ser estimada contando
el número de anillos anuales que representan los incrementos
anuales del tejido. Recientemente, un estudio basado en 900
especies de herbáceas de zonas templadas reveló la presencia
de anillos de crecimiento en las estructuras vegetativas en
más del 80 % de esas especies. Sin embargo, la formación
de los anillos anuales puede depender de las condiciones
del hábitat. Los anillos de crecimiento se encuentran
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits en la vegetación de zonas con marcada estacionalidad
(inviernos fríos o estaciones secas) tales como los polos
(boreal o austral), bosques templados e incluso en zonas
con clima mediterráneo. En estos últimos dos, los anillos
de crecimiento pueden estar ausentes a veces. En algunos
casos también pueden encontrarse anillos de crecimiento en
especies tropicales, especialmente en regiones con estación
seca y húmeda bien diferenciadas. La longevidad máxima
dentro de una población se estudia en los individuos más
grandes y/o gruesos. Los datos son recolectados de un
mínimo de 10 individuos (réplicas), preferentemente 20.
En especies leñosas (árboles, arbustos, arbustos enanos) los
anillos leñosos se determinan ya sea cortando una sección
transversal o una “porción de torta” del tronco principal, o
extrayendo una porción con un taladro. Es importante obtener
una superficie lisa para poder observarla con claridad. Los
anillos de crecimiento se contabilizan observando la muestra
en el microscopio.
Amenudo, en individuos con más de un tallo(especialmente
en los arbustos, donde los tallos individuales tienen una
duración limitada), la sección transversal de uno de sus
tallos no representa la edad máxima de manera tan precisa
como el cuello de la raíz (zona de transición entre la raíz
principal y los tallos). Por esto recomendamos extraer
muestras (adicionales) del cuello de la raíz en plantas
leñosas. En las especies herbáceas los anillos anuales se
encuentran, fundamentalmente, en la base o el cuello de la
raíz, pero también en los rizomas. En estos casos, es esencial
realizar secciones transversales microscópicas, que deben
ser tratadas con “eau de javelle” para remover el citoplasma
y posteriormente teñidas (con fucsina, criosidina, astra azul
(FCA); alternativamente, astra azul y safranina) para hacer
visibles los anillos de crecimiento. En algunos casos se
comprobó que la luz polarizada es muy útil para identificar
los anillos de crecimiento. La longevidad máxima de una
especie o población es definida como el mayor número de
anillos de crecimiento contados entre todas las muestras
(aunque la longevidad media de todos los individuos podría
también ser una información útil).
Casos especiales o extras
(1) En plantas clonales, la identificación de la longevidad
(máxima) es más complicada. Si un ramet no se
independiza del genet y nunca es liberado de la planta
madre, los anillos de crecimiento de la raíz principal
(por ejemplo: Armeria maritima; Sileni acaulis) o los
marcadores morfológicos en el rizoma/estolón (por
ejemplo Lycopodium annotium, Dictamnus albus)
pueden ser una herramienta útil para identificar la
longevidad máxima del genet. En este último caso,
la longevidad máxima puede ser mayor si parte del
rizoma o estolón está en descomposición. Sin embargo,
en plantas clonales donde el genet está conformado por
9
ramets más o menos independientes, la edad del genet
puede ser estimada sólo indirectamente por medio del
tamaño o diámetro de un genet en relación a la media
del crecimiento en tamaño.
(2) Especies
geófitas:
especialmente
en
las
monocotiledóneas, puede desaparecer la parte aérea de
la planta, incluso por varios años antes de reaparecer.
En esos casos sólo parcelas permanentes con individuos
marcados pueden dar una idea de la longevidad máxima
de esas especies.
(3) Arbustos enanos de climas fríos: en algunas de estas
especies, por ejemplo el brezo Cassiope tetragona,
los anillos de crecimiento laterales son a menudo muy
difíciles de identificar, pero los incrementos anuales
en el largo del brote de los tallos leñosos se pueden
distinguir en el microscopio a través de los septos
que los separan y a través de la secuencia anual de las
distancias entre las cicatrices de las hojas.
(4) Historia de vida y localización: La historia de vida
varía con la localización y preferentemente debería ser
evaluada en el campo más que a través de referencias de
las floras. En particular, muchas especies de vida corta
y crecimiento rápido caen en distintas categorías de
historia de vida según la región en la que sean medidas y
unas pocas difieren de categoría entre distintos hábitats
incluso dentro de una misma región
Referencias sobre teoría y significado: Rabotnov
(1950); Schweingruber (1996); Fischer and Stöcklin (1997);
Larson (2001); Schweingruber and Poschlod (2005); De
Witte and Stöcklin (2010).
Más sobre la metodología: Tamm (1972); Gatsuk et al.
(1980); Cherubini et al. (2003); Rozema et al. (2009).
2.2 Forma de vida
La clasificación de formas de vida de Raunkier (1934) es
un método simple pero muy práctico para clasificar el tipo
de crecimiento de las plantas. Sobre este método se brinda
información adicional dentro del Material Suplementario S1.
2.3 Forma de crecimiento
La forma de crecimiento de una planta está fundamentalmente
determinada por la dirección y la extensión del crecimiento
de dicha planta, y cualquier derivación del eje o ejes del
tallo principal. Todo esto afecta la estructura de la copa,
incluyendo su altura, así como la distribución vertical y
horizontal de las hojas. La forma de crecimiento de una
planta puede estar asociada con adaptaciones ecofisiológicas
de muchas maneras. Entre ellas se incluye la maximización
de la producción fotosintética, el refugio ante condiciones
climáticas severas, la optimización de la altura y el
posicionamiento del follaje para evitar o resistir el pastoreo
por herbívoros específicos (por ejemplo las rosetas y
10
Australian Journal of Botany las formas postradas son las formas de crecimiento más
altamente asociadas a la herbivoría por mamíferos).
¿Cómo realizar las mediciones?
La forma de crecimiento es un carácter jerárquico que
se mide a través de observaciones en el campo, a través
de descripciones o figuras o fotografías provenientes de la
literatura. Como en el presente protocolo se clasifican las
categorías a lo largo de un continuo, podrían encontrarse,
entre las categorías que se reconocen aquí, formas intermedias
así como formas ocasionales únicas fuera de cualquiera de
las categorías que aquí se describen.
A. Plantas terrestres, mecánica y nutricionalmente
autosuficientes
I. Plantas herbáceas: no tienen crecimiento
secundario, o de tenerlo es muy modesto, los
tejidos del tallo y raíces son bastante blandos,
comparados con la madera típica.
a. Plantas en roseta: hojas concentradas en una
sección del tallo corta o rizoma (ver sección
2.5 C por definición de rizoma) sobre, o muy
cerca de, la superficie del suelo. Poseen una
inflorescencia (o pedúnculo con flor solitaria)
con hojas reducidas o sin hojas (brácteas)
en el eje de la roseta, por encima del nivel
del suelo. Las graminoides cuyas principales
hojas fotosintéticas están unidas a la base de
sus tallos aéreos (por ej. “pastos en macolla”)
pertenecen a esta categoría.
b. Plantas con rizoma alargado con hojas: el eje
permanente es un rizoma alargado; este rizoma
directamente lleva las hojas fotosintéticas
que se extienden individualmente apuntando
hacia la luz. El rizoma puede estar a nivel
del suelo o por debajo. (por ej. Pteridium
aquilinum (helecho), Viola spp., Iris spp.), o
(en epífitas) sobre un soporte sobre el nivel
del suelo como una rama de un árbol. Las
inflorescencias aéreas (o pedúnculos de flores
solitarias), con hojas reducidas (brácteas) o
sin hojas, pueden crecer fuera del rizoma.
c. Plantas en cojín (forma pulvinada): follaje
muy apretado cerca de la superficie del suelo,
con copa de forma uniforme y redondeada
(muchas plantas alpinas tienen esta forma).
d. Hierbas con tallos extendidos: Desarrollan
uno o más tallos elongados cuyos nudos llevan
hojas fotosintéticas distribuidas casi en toda
su extensión (excepto cuando se pierden de la
parte más basal de la planta, tardíamente en el
crecimiento), pero las hojas están ausentes en
las inflorescencias distales. Las graminoides
N. Pérez-Harguindeguy et al.
(rizomatosas o no) que poseen tallos aéreos
con hojas pertenecen a esta categoría. e. Gramíneas (o graminoides) en macolla:
Desarrollan muchos tallos individuales que
pertenecen a una misma colonia densa, o de
crecimiento clonal creciendo hacia arriba,
desde debajo de una columna de soporte dura
(generalmente de tejido muerto), coronada en
su parte superior por tallos vivos con hojas
activas (por ej. Eriophorum vaginatum).
II. Plantas semileñosas: tallo sin crecimiento
secundario, pero a menudo endurecido por
esclerificación (o, alterativamente, con un
relativamente débil, suave o “anormal” crecimiento
secundario).
a. Palmoides: llevan en su ápice una copa con
forma de roseta de hojas típicamente grandes,
a menudo compuestas, usualmente gruesas
(paquicaules), columnares, con tallos poco o
nada ramificados (por ej. Palmeras, Pandanus,
helechos arborescentes). Algunas Astereaceae
tropicales alpinas como Espeletia spp,
Cicadáceas, Dracaena, especies arborescentes
de Yucca, y algunas Bombacaceae pueden
considerarse como pertenecientes a esta
forma de crecimiento, aunque sus tallos
tienen crecimiento secundario más extensivo
(ver también “Modelo de Corner”).
b. Bambusoides: un tronco sin o con débil
crecimiento secundario, con ramificación
excurrente (cfr. A.III.d.1) se endurece por
esclerificación para soportar una copa, a
menudo del tamaño de un árbol, extendida
verticalmente (bambus; varias dicotiledóneas
herbaceas altas, como Chenopodium,
Amaranthus y Helianthus).
c. Suculentas de tallo: poseen un tallo
fotosintético generalmente áfilo, con un
extenso tejido blando almacenador de agua, y
con limitado crecimiento secundario (Cactus,
plantas cactoides pertenecientes a otras
familias, tener en cuenta que la mayoría de
las suculentas con hojas pertenecen a alguna
de las subclases de A.I o A.III).
III. Plantas leñosas: desarrollan Xilema secundario y
floema del cambium vascular extensoy usualmente
duro, y una corteza externa suberosaa partir del
cambium suberoso (las enredaderas serán tratadas
en B.III de la presente sección).
a. Subarbustos postrados: Tallos leñosos
persistentes, con crecimiento horizontal al
New handbook for measurement of plant traits nivel del suelo (por ej. muchos sauces del
Ártico y ericoides).
b. Arbustos enanos o subarbustos: usualmente
poseen múltiples tallos leñosos ascendentes
de menos de 0,5 m de alto.
c.Arbustos: plantas leñosas de entre 0,5 m y
alrededor de 5 m de alto; típicamente la copa
es sostenida por varios troncos que emergen
del suelo, que son usualmente más delgados
que los troncos maduros de un árbol.
d. Árbol: planta leñosa, generalmente de más de
5 m de alto, con la mayor parte de su copa
sostenida por un único tronco en el punto de
emergencia del suelo.
1. Excurrente: eje principal solitario
(tronco) se extiende hasta, o casi hasta, el
extremo superior de la copa, con ramas
más cortas ascendentes u horizontales
que le dan una forma cónica o (en árboles
maduros) forma columnar a la copa.
2. Delicuescente: El tronco se divide,
sobre su base, en dos o muchas ramas,
más o menos iguales, que se continúan
ramificando hacia arriba para producir
una copa más expandida y más aplanada.
e. Árbol enano: su morfología es como los tipos
1 y 2 mencionados anteriormente, pero son
sustancialmente más bajos de 5 m. Incluye
muchos árboles del sotobosque en las selvas,
pero también en diferentes hábitats poco
favorables desde el punto de vista climático
o nutricional, en hábitats con gran insolación
o semi desiertos, algunas selvas tropicales
nubladas, pantanos y cerca de la línea de
árboles.
B. Plantas mantenidas estructural o nutricionalmente por
otras plantas o por estructuras físicas especiales.
I. Epífitas. Plantas que crecen unidas al tronco
o ramas de un arbusto o árbol (o a soportes
antropogénicos) por raíces aéreas, normalmente
sin contacto con el suelo (por ej. muchas orquídeas
tropicales y Bromeliaceae).
II. Litófitas: plantas que crecen dentro o sobre las
rocas (por ej. muchas especies de helechos,
especies de Nepenthes, Utricularia forestii,
Cymbalaria muralis).
III. Trepadoras o enredaderas: plantas cuyas raíces
están en el suelo pero se apoyan, al menos
inicialmente, en un soporte externo para su
crecimiento hacia arriba y para el posicionamiento
de las hojas.
a. Enredaderas herbáceas: usualmente unidas a
su soporte por ser la planta voluble (la planta
Australian Journal of Botany
11
trepadora se enrosca mediante vueltas al tallo
de la planta soporte o por medio de zarcillos).
b. Enredaderas leñosas, incluyendo lianas: a
menudo unidas a un soporte por medio de
raíces aéreas.
c. Trepadoras leñosas: crecen sin ningún
medio de adhesión a través de las copas
suficientemente densa de otras plantas (por
ej. Galium spp).
d.Estranguladoras: Puede comenzar su
crecimiento como una epífita (pero luego se
arraiga en el suelo), o pueden trepar desde
el nivel del suelo. Sin embargo, , luego
por crecimiento secundario se vuelven
autónomas, y eventualmente pueden rodear
el tallo que inicialmente las sostenía (por ej.
ciertas especies tropicales de Ficus)
IV. Hidrófilas sumergidas o flotantes: plantas
herbáceas, acuáticas que dependen del agua
circundante como soporte físico. (Hidrófilas
emergentes (“helofitas”) en general pertencen a
alguno de los subgrupos de A.I.)
V. Parásitas/saprófitas: obtienen una importante
proporción de sus necesidades nutricionales
directa o indirectamente de otras plantas vasculares
(parásitas) o de materia orgánica muerta en el
suelo (saprófitas) (ver Material Suplementario 2:
Absorción de nutrientes, donde se describen otras
formas más específicas de parasitismo).
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: Cain (1950); Ellenberg and Müller-Dombois (1967);
Whittaker (1975); Barkman (1988) y referencias los textos;
Rundel (1991); Richter (1992); Box (1996); Ewel and
Bigelow (1996); Cramer (1997); Lüttge (1997); Medina
(1999); McIntyre and Lavorel (2001).
Más bibliografía sobre métodos: Barkman (1988) y
referencias en el texto.
2.4 Altura de la planta
La altura de una planta es la distancia más corta entre el
límite más alto de los tejidos fotosintéticos principales de
esa planta (excluyendo las inflorescencias) y el nivel del
suelo, expresado en metros. La altura de una planta, o altura
máxima (Hmax por su sigla en inglés), es la máxima estatura
de un individuo maduro típico que una especie logra en un
hábitat determinado. La Hmax está asociada con la forma de
crecimiento, la posición de la especie en el gradiente vertical
de luz de la vegetación, el vigor competitivo, el tamaño
reproductivo, la fecundidad de la planta, la longevidad
promedio y si la especie es capaz de establecerse y alcanzar
un tamaño reproductivo entre dos eventos de disturbio
(fuego, tormenta, arado, pastoreo, etc).
12
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
¿Qué medir y cómo realizar las mediciones?
Se recomienda realizar las mediciones sobre plantas
saludables con su follaje completamente expuesto a la luz
del sol (o al menos, plantas con la mayor exposición a la
luz que la especie experimente). Como la altura de la planta
es bastante variable, tanto dentro como entre especies, hay
tres formas de estimar Hmax, dependiendo del tamaño de las
especies, del número de plantas y del tiempo disponible:
1) para especies bajas, las mediciones son tomadas
preferentemente en al menos 25 individuos maduros
por especie;
2) para árboles altos, en los cuales la medición de la altura
consume mucho tiempo, se suelen tomar medidas en los
cinco individuos más altos encontrados;
3) para árboles en general, y si se dispone de tiempo
recomendamos medir unos 25 individuos que cubran el
rango completo de sus alturas y diámetros. Luego se
usa una regresión asintótica para relacionar la altura con
el diámetro y derivar la asíntota de los coeficientes de
regresión, o se usa la fórmula para calcular el alto del
individuo en pie más grueso.
La altura a medir es la altura del follaje de las especies,
no el alto de la inflorescencia (o semillas, frutos), ni el tallo
principal si éste se proyecta sobre el follaje. Para especies
herbáceas es preferible hacer las mediciones al final de
la estación de crecimiento. La altura registrada debería
corresponder a la parte más alta de la copa general de la
planta, descontando cualquier rama excepcional, hojas o
porciones fotosintéticas de la inflorescencia.
Algunas opciones para estimar la altura de los árboles
altos son:
1. Una vara telescópica con los decímetros marcados.
2. Métodos trigonométricos tales como la medición de la
distancia horizontal del árbol al punto de observación
(d) y- con un clinómetro o laser- el ángulo entre el
plano horizontal y la cima del árbol (α) y entre el plano
horizontal y la base del árbol (β). La altura del árbol
(A) se calcula como: A= d × [tan(α) + tan(β)]. La altura
estimada es más precisa si el ángulo medido es entre 30
grados (es más fácil de definir el punto más alto de la
copa) y 45 grados (un error más pequeño en la altura,
a causa de imprecisiones en las lecturas). La distancia
horizontal entre el observador y el tallo debería ser,
preferentemente, igual a 1 a 1,5 veces la altura del árbol.
Casos especiales o extras
(1) Rosetas. Para plantas con la mayoría de sus hojas
dispuestas en forma de roseta, en relación a otros tejidos
(2) (3) (4)
(5) fotosintéticos a mayor altura, la altura de la planta debe
tomarse como aquella de las hojas en roseta.
Herbáceas. Para especies herbáceas medir la altura
de la parte vegetativa de la planta podría ser engañoso
(por ejemplo si la planta se curva hacia abajo, o
si la inflorescencia tiene porciones fotosintéticas
significantes). En este tipo de plantas, la medición de
la altura de la parte reproductiva de la planta puede
ser ‘más segura’. Adicionalmente, algunos autores
sugirieren que la proyección de una inflorescencia
por encima de la parte vegetativa de la planta podría
ser un carácter útil de respuesta al disturbio. Con ese
criterio puede ser de utilidad medir ambas alturas.
Otros autores, registran la máxima altura de la copa, y
usan arbitrariamente el largo de la hoja que mide dos
tercios de la hoja más larga como tope para estimar la
posición de la transición entre crecimiento vegetativo y
reproductivo.
Epífitas. Para las epífitas y algunas hemiparásitas
(aquéllas que penetran las ramas de un árbol o arbusto
con sus haustorios), la altura es definida como la
distancia más corta entre el límite superior del follaje y
el centro de su punto basal (donde se une a la planta que
la soporta).
Copas grandes y expandidas. Para árboles con copas
grandes y expandidas es difícil estimar la altura sobre el
tallo. Para tales individuos es más fácil medir (con un
distanciómetro óptico o laser) la altura vertical, como la
distancia desde el ojo hasta la ubicación del margen de
la copa (que está a nivel con la cima del árbol). Luego se
multiplica ese valor por el seno del ángulo observado a
la horizontal (medido con un clinómetro); y por último
se suma la altura vertical desde el nivel del ojo hacia
la base del árbol (si el nivel del ojo está por debajo del
nivel de la base del árbol esta última operación es una
resta).
Crecimiento denso. Para tipos de vegetación con un
crecimiento tan denso que hace difícil la medición de la
Hmax, hay versiones modificadas de la ecuación anterior.
Estas versiones incluyen el uso de una vara de altura
conocida que se debe ubicar verticalmente en la base
del árbol.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Gaudet and Keddy (1988); Niklas (1994); Hirose and Werger
(1995); Thomas (1996); Westoby (1998); Kohyama et al.
(2003); King et al. (2006); Poorter et al. (2006, 2008); Moles
et al. (2009).
Más bibliografía sobre métodos: Korning and Thomsen
(1994); Thomas (1996); Westoby (1998); McIntyre et al.
(1999); Weiher et al. (1999).
New handbook for measurement of plant traits 2.5Clonalidad, banco de yemas y órganos de
almacenamiento subterráneos
La clonalidad es la capacidad de una especie de reproducirse
o regenerarse vegetativamente, produciendo nuevos ramets
(unidades encima del nivel del suelo) y que luego se
expanden horizontalmente. La clonalidad puede dar a las
plantas vigor competitivo y la habilidad de explotar parches
ricos en recursos clave (por ej. nutrientes, agua, luz). El
comportamiento clonal puede ser una estrategia efectiva
para migrar cortas distancias bajo circunstancias de baja
dispersión de semillas o bajo reclutamiento de plántulas.
La clonalidad también le da a una planta la habilidad de
formar un banco de yemas que puede ser determinante
para la recuperación y persistencia después de disturbios
ambientales. El banco de yemas consiste en todas las
yemas axilares y adventicias viables que están presentes en
una planta y están disponibles para la ramificación, y que
pueden reemplazar tallos, rebrotar después de estaciones
severas (invierno, estación seca, temporada de incendios)
o regenerarse vegetativamente después de un daño (las
yemas adventicias que surgen después del daño, aunque son
un medio importante de regeneración en algunas plantas,
suelen ser excluidas del concepto de banco de yemas).
Tanto las características del banco de yemas, como el tipo
de crecimiento clonal exhibido por las plantas, determina
su habilidad de recuperarse de los disturbios (ver Material
Suplementario 3 por el protocolo para Caracterización del
banco de yemas, basado en Klimeš y Klimešova 2005). Los
órganos clonales, especialmente aquéllos bajo el nivel del
suelo, pueden servir como órganos de almacenamiento y
como órganos vegetativos: a menudo es imposible hacer una
marcada distinción entre estas funciones.
¿Cómo recolectar y cómo clasificar?
Para determinar estructuras clonales sobre el nivel del
suelo, observar un mínimo de cinco plantas que estén lo
suficientemente separadas entre ellas como para disminuir la
probabilidad de que estén interconectadas; las plantas tienen
que estar bien desarrolladas. Para determinar estructuras
subterráneas, cavar un mínimo de cinco plantas saludables
(Apéndice 1). En algunos casos (por ej. sistemas radicales
grandes y pesados) la excavación parcial puede dar una
evidencia suficiente para la clasificación. El mejor momento
para medir clonalidad y bancos de yemas es cerca del final
de la estación de crecimiento. Se debe remover el suelo y
las partes muertas de las plantas antes de contar las yemas
o clasificar los órganos. Una especie se considera clonal
cuando al menos una planta tiene claramente uno de los
órganos clonales listados abajo (ver las Referencias más
abajo para la discusión). Las categorías son:
A. Órganos clonales ausentes.
B. Órganos clonales presentes sobre el nivel del suelo:
Australian Journal of Botany
13
1. Estolones: tallos horizontales, a menudo
hiperalargados, cuyas yemas axilares producen
raíces nodales y, como resultado, plantas que
pueden independizarse (por ej. frutilla Fragaria
vesca y Saxifraga flagellaris).
2. Bulbillos: pequeños bulbos radicales producidos
de yemas axilares o yemas florales, o por yemas
adventicias que crecen sobre las hojas (por ej.,
Cardamine pratensis, Bryophyllum). Propágulos
vegetativos análogos son llamadas “gemmae” en
las briófitas.
3. Fragmentación del cuerpo vegetativo de la planta
(sobre todo en plantas acuáticas y briófitas).
C. Órganos clonales subterráneos:
1. Rizomas: tallos subterráneos más o menos
horizontales que usualmente llevan hojas
escamosas no fotosintéticas (por ej. muchos
pastos y juncos), aunque a veces tienen hojas
fotosintéticas que emergen sobre el suelo (por
ej. Iris, Viola, Pteridium). Los tallos aéreos,
vegetativos o reproductivos crecen desde las
yemas axilares (o en algunos casos de las yemas
terminales) del rizoma. La mayoría de los rizomas
pueden ramificarse, después de lo cual declinan y
se deterioran desde la porción proximal hasta el
punto de ramificación, así el clon se independiza
generando luego nuevos individuos, clonalmente.
2. Tubérculos y turiones: tallos o rizomas subterráneos
conspicuamente engrosados que funcionan como
órganos de almacenamiento de carbohidratos y
llevan yemas axilares; éstas pueden propagar la
planta (por ej. Solanum tubersum, Helianthus
tubersosus). Los turiones son órganos similares a
los tubérculos que se forman en plantas acuáticas.
3. Bulbos: tallos subterráneos relativamente cortos,
que llevan hojas escamosas y carnosas, anidadas
concéntricamente y que actúan como órganos de
reserva; sirviendo toda esta estructura globosa
para perpetuar la planta y, , a través del crecimiento
de yemas axilares dentro del bulbo que se
transforman en bulbos hijos, para multiplicar la
planta vegetativamente. (por ej. tulipán Tulipa,
cebolla Allium).
4. Cormos: tallos subterráneos engrosados globosos,
orientados verticalmente que pueden llevar hojas
escamosas o comunes; las yemas axilares o
terminales sobre el cormo sirven para perpetuar
la planta y, en menor medida, para reproducción
clonal (por ej. Dahlia).
5. Raíces tuberosas: raíces engrosadas que sirven
primariamente para almacenamiento pero
pueden formar yemas adventicias que permiten
propagación clonal (por. ej. Ipomoea batatas).
14
Australian Journal of Botany 6. Retoño o serpollo: son raíces que se desarrollaron
de las yemas adventicias, producidas sobre raíces
ordinarias no almacenantes (por ej. Aspen, Álamo
Populus tremuloides, ciruela salvaje Prunus spp).
7. Lignotubérculo: una expansión leñosa, masiva
justo debajo de la superficie del suelo, producida
por crecimiento secundario de la corona de la
raíz en muchos arbustos en zonas de vegetación
propensa al fuego. Después de un fuego que mata
la copa aérea del arbusto, crecen yemas adventicias
sobre el lignotubérculo que regeneran la copa del
arbusto (ver Sección 6.6); generalmente, esto no
resulta en multiplicación clonal.
8. Estratificación: los tallos vegetativos comunes que
yacen o caen sobre el suelo, allí producen raíces
adventicias y continúan el crecimiento apical,
convirtiéndose en plantas independientes cuando
su conexión con la planta madre es cortado (por ej.
zarzamora y frutilla (Rubus), algunas spp. de abeto
(Picea) y cicuta (Tsuga)).
Si una especie tiene crecimiento clonal (categorías B o
C, ver arriba), el mismo se clasifica de acuerdo a una o más
de las siguientes categorías:
(1) Crecimiento clonal regenerativo: es el que ocurre
después de un daño y normalmente no se multiplica el
número de individuos, como sucede en el rebrote desde
un lignotubérculo.
(2)Crecimiento clonal aditivo (también llamado
multiplicativo): puede ser tanto la forma normal
de multiplicación de la planta como inducido por
condiciones ambientales, tales como alta disponibilidad
de nutrientes; y sirve para promover la dispersión de la
planta.
(3) Crecimiento clonal necesario: es necesario para la
supervivencia de la planta de un año a otro, como muchas
plantas que crecen vegetativamente desde rizomas,
bulbos, tubérculos o raíces tuberosas y no tienen, o de
tenerlo es escasa, reproducción por semillas.
El crecimiento clonal puede satisfacer una o más de estas
funciones, y en ese caso puede no ser posible distinguir
entre ellas. En algunos casos la naturaleza funcional del
crecimiento clonal puede ser simplemente:
(4) Desconocida o no evidente, en cuyo caso puede ser
registrada como tal.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: De Kroon and Van Groenendael (1997); Klimeš
et al. (1997); Van Groenendael et al. (1997); Klimeš and
Klimešova (2000, 2005); Knevel et al. (2003); Klimešova
and Klimeš (2007).
Más bibliografía sobre métodos: Böhm (1979); Klimeš
et al.(1997);Van Groenendael et al. (1997); Weiher et
al.(1998); Klimeš and Klimešova (2005).
N. Pérez-Harguindeguy et al.
2.6 Espinosidad
La espinosidad se refiere al grado en que la planta está
defendida por espinas foliares, espinas caulinares y/o
aguijones. Las espinas foliares son hojas, partes de hojas o
estípulas modificadas endurecidas y puntiagudas; también
ocurren algunas veces en los frutos. Las espinas caulinares
son ramas modificadas. Los aguijones se originan a partir
de la epidermis o la corteza (p. ej. los aguijones de los tallos
de las rosas). Debido a que la espinosidad está claramente
involucrada en la defensa contra herbívoros, especialmente
contra herbívoros vertebrados, hay dos aspectos críticos a
tener en cuenta: (1) la efectividad de la defensa física para
prevenir o mitigar el daño por herbívoros; y (2) el costo
para la planta de producir estas defensas. Diferentes tipos,
tamaños, ángulos y densidades de espinas y aguijones pueden
actuar como defensa contra diferentes herbívoros. Aunque
en muchos la caracterización de la espinosidad a través de la
medición de las espinas es suficiente, algunos investigadores
podrían decidir que son necesarios experimentos con
herbívoros reales. De esta manera, se puede examinar la
efectividad de las defensas antiherbívoros, p. ej. ofreciendo
ramas enteras (con o sin espinas) a diferentes animales y
registrando cuánta biomasa es consumida por unidad de
tiempo (ver Casos especiales y extras en la Sección 3.16).
Las espinas y aguijones pueden ser una respuesta
inducida por la herbivoría, es decir que algunas plantas
invierten en estas defensas sólo cuando ya han sido
consumidas por herbívoros. Otros tipos de daños, incluyendo
poda y fuego, también pueden inducir un aumento de la
espinosidad. Además, los caracteres de espinosidad pueden
cambiar drásticamente con la edad de la planta o parte de
la planta, dependiendo de su susceptibilidad a la herbivoría.
Por esta razón la espinosidad algunas veces no puede ser
considerada como un carácter innato de la planta, sino más
bien como un carácter que refleja la presión de herbivoría
real y la inversión de las plantas en defensa. En otras
palabras, aunque hay especies que siempre tienen espinas, y
especies que nunca las tienen, la espinosidad de una planta
individual no es necesariamente representativa del rango
potencial de espinosidad de toda la especie (p. ej. algunos
miembros de los géneros Acacia y Prosopis muestran un
llamativo rango de longitud de espinas dentro de la misma
especie, dependiendo del individuo, la edad y la historia de
herbivoría). Las espinas y aguijones pueden jugar a veces un
papel adicional en la reducción del calor o el estrés hídrico,
especialmente cuando cubren densamente algún órgano de
la planta.
¿Cómo medirla?
Las espinas y aguijones –referidas más abajo como
‘espinas’- pueden ser medidas como un carácter cuantitativo
o bien como un carácter cualitativo (categórico). Los datos
New handbook for measurement of plant traits de espinosidad son preferiblemente medidos en especímenes
en el campo, pero también pueden ser recolectados de
especímenes de herbario o descripciones en la literatura. La
longitud de la espina se mide desde la base de la espina hasta
la punta. Si una espina es ramificada, como lo son muchas,
su longitud sería hasta la punta de la ramificación más
larga. El ancho de la espina, medido en la base de la espina,
es a menudo más útil para valorar la efectividad contra
herbívoros, y más generalizable entre tipos de espinas. El
número de ramas, si es que hay alguna, también debe ser
registrado ya que la cantidad y disposición de las ramas
pueden incrementar significativamente la efectividad de las
espinas contra los herbívoros. La relación entre la longitud
de la espina y la longitud de la hoja también puede ser un
carácter útil porque da una idea del nivel de protección de la
lámina por parte de la espina más cercana a ella.
Fuerza y dureza de la espina. Las espinas son ‘blandas’
si, al estar maduras, pueden ser dobladas fácilmente
presionando hacia los lados con el dedo, y ‘duras’ si no
pueden ser dobladas de esta forma. La densidad de espinas
es el número de espinas por unidad de longitud de la
ramilla o rama, o área de la hoja. La asignación de biomasa
de las espinas es también un parámetro importante para
algunas preguntas de investigación. Su estimación requiere
más trabajo que los parámetros antes descriptos, pero es
relativamente simple. Corte una porción de longitud estándar
de un tallo o rama, corte todas las espinas, seque en horno
y pese las hojas, ramas y espinas por separado y estime la
asignación fraccional como la relación entre el peso seco de
las espinas y el peso seco de las ramas. Estas mediciones
cuantitativas de caracteres pueden ser convertidas en
estimaciones categóricas de espinosidad utilizando la
clasificación propuesta en la Caja 3.
Finalmente, simplemente registrar la presencia o
ausencia de espinas es suficiente en algunos casos. Tenga
en mente que el tamaño, la estructura y el comportamiento
de los herbívoros varía enormemente, así que el grado de
protección provisto por la masa de espinas, su tamaño y
Australian Journal of Botany
15
distribución puede ser determinado sólo en referencia a un
tipo particular de herbívoro. Al seleccionar la medición de
espinosidad que tenga más significado, siempre considere
qué herbívoros son relevantes.
Referencias sobre teoría, significancia y grandes bases
de datos: Milton (1991); Grubb (1992); Cooper and Ginnett
(1998); Pisani and Distel (1998); Olff et al. (1999); Hanley
and Lamont (2002); Rebollo et al. (2002); Gowda and Palo
(2003); Gowda and Raffaele (2004); Agrawal and Fishbein
(2006).
2.7 Arquitectura de la planta
La arquitectura de la planta se refiere a cuán intensamente
se ramifica una planta (número de ramificaciones vivas
por unidad de longitud de tallo). Las plantas altamente
ramificadas pueden estar mejor defendidas contra los
herbívoros vertebrados, principalmente haciendo menos
eficiente el proceso de alimentación, denegando el acceso de
herbívoros a los órganos de la planta, y asegurando que, si
los herbívoros llegan a extraer los extremos de los tallos en
crecimiento, queden suficientes para que la planta continúe
creciendo. Contrariamente, las plantas menos ramificadas
pueden estar adaptadas a ambientes donde es necesario
crecer en altura rápidamente, como por ej. en sabanas
propensas al fuego o un bosque atravesando las primeras
etapas de la sucesión secundaria. La arquitectura de la planta
también puede tener valor adaptativo en sistemas boscosos,
donde las especies de una altura determinada que utilizan
baja intensidad de luz tienden a estar más ramificadas que
aquellas que utilizan luz de alta intensidad.
Aunque existen métodos complicados y elegantes para
evaluar la arquitectura de la planta, una simple caracterización
como la que se describe más abajo es a menudo suficiente
para entender la significancia adaptativa de este carácter.
Al igual que la espinosidad, la arquitectura de la planta es
un carácter flexible que puede diferir dentro de una especie
dependiendo de la historia de herbivoría, la historia de fuego,
Caja 3
(1) Sin espinas
(2) Densidad baja o muy localizada de espinas blandas de menos de 5mm de longitud. La planta puede hacer picar si se la toca
sin cuidado, pero no produce dolor fuerte
(3) Alta densidad de espinas blandas, densidad intermedia de espinas de dureza intermedia, o baja densidad de espinas agudas
y duras de más de 5 mm de longitud. La planta produce dolor si se la toca sin cuidado
(4) Densidad intermedia o alta de espinas agudas y duras de más de 5 mm de longitud. La planta causa fuerte dolor si se la
toca sin cuidado
(5) Densidad intermedia o alta de espinas agudas y duras de más de 20 mm de longitud. La planta puede causar heridas
considerables si se la toca sin cuidado
(6) Densidad intermedia o alta de espinas agudas y duras de más de 100mm de longitud. La planta es peligrosa para mamíferos
grandes descuidados, incluyendo los humanos
16
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
el acceso a la luz, el vigor o las enfermedades de la planta
e incluso el estrés hídrico. La arquitectura de la planta es
también variable dependiendo de la edad y la historia de
vida de la planta (ver Sección 1.1 para recomendaciones
relacionadas con caracteres variables).
¿Cómo medirla?
Para asegurarse que la medición sea sobre una rama que
represente de la mejor manera la arquitectura de la planta
(una rama que alcanza la parte externa de la copa), realice la
medición desde el extremo de una rama terminal que posea
hojas hasta alcanzar la primera rama que no tiene hojas en su
base, pero que lleva ramas secundarias que sí tienen hojas.
La base de esta rama será el punto de partida para medir
(1) la longitud total de la rama, que es la distancia desde
el punto de partida hasta la punta de la rama terminal más
larga y (2) el número de puntos de ramificación que lleven
a ramas vivas; desde cada punto de ramificación continuar
hacia la punta, siempre siguiendo la rama más importante
(la rama principal es a menudo la rama viva más gruesa
que sale de un punto de ramificación; ver Fig. 1 para una
explicación gráfica). Un indicador de la arquitectura de la
ramificación, llamado índice de dominancia apical (IDA;
ADI por sus siglas en inglés) se obtiene dividiendo el número
de ramificaciones por la longitud total de la rama en metros.
El valor de IDA puede variar entre cero (sin ramificaciones)
y >100 m–1 (extremadamente ramificada).
Referencias sobre teoría, significancia y grandes bases
de datos: Horn (1971); Pickett and Kempf (1980); Strauss
and Agrawal (1999); Enquist (2002); Archibald and Bond
(2003); Cooper et al. (2003); Staver et al. (2011).
Más sobre métodos: Fisher (1986).
2.8 Relación área foliar: área de albura
La cantidad de área de hoja que una especie produce por
unidad de leño en un corte transversal (la inversa del valor
de Huber, expresado en mm2/mm2) es crucial tanto para el
transporte de agua (con efectos relacionado sobre la tasa
fotosintética) y fuerza mecánica.
Qué y cómo recolectar
La relación área foliar: área de albura (AF:AA) depende
en gran medida de la fenología de la hoja. Más aún, hay
variación entre las estaciones húmeda y seca, variaciones
entre poblaciones de una determinada especie a lo largo
de gradientes de humedad, trayectorias ontogénicas de
individuos determinados, y en árboles, a lo largo de las
ramas desde el tronco hasta el extremo de la misma. La
funcionalidad del leño declina con la edad, y esa es una razón
por la que AF:AA generalmente aumenta a medida que nos
Fig. 1. Medición de arquitectura de la planta. Los números
indican los puntos de ramificación que deberán considerarse para
el cálculo del índice de dominancia apical (es decir, el número de
ramificaciones por metro de rama). Tenga en cuenta que las ramas
muertas no son consideradas en el cálculo de este índice.
movemos de ramas más gruesas (más viejas) hacia ramas
más pequeñas. Desafortunadamente, la disminución en la
función del leño asociada a la edad de la planta no es siempre
bien entendida, puede ser difícil de medir, y puede variar
entre especies. Todo esto debe ser considerado al diseñar la
metodología de muestreo y la interpretación de este carácter
(ver Casos especiales o extras (iii) más adelante).
Para hacer comparaciones significativas entre especies,
recomendamos muestrear tallos terminales, expuestos al sol
en la parte más externa de la copa. Esto significa muestrear los
tallos terminales, ya sea de un determinado largo estándar o
de una determinada edad (1-3 años) (para tallos en los cuales
las cicatrices de las yemas terminales permiten determinar
la edad). Este abordaje maximiza la posibilidad de que todo
el leño de la rama sea aún funcional. Recomendamos el
muestreo en el pico de la estación de crecimiento cuando el
área foliar, tanto de las hojas individuales como de toda la
copa, es máxima. En ese momento, el índice AF:AA debería
estar en su máximo del año, esto es similar a los esfuerzos por
medir el máximo de tasa fotosintética como forma de hacer
comparaciones significativas entre especies. Se debería tener
especial cuidado de seleccionar tallos que no hayan perdido
hojas o partes de las hojas por daño mecánico, herbivoría o
senescencia o abscisión temprana.
Mediciones
La relación área foliar:área de albura puede ser medida
a diferentes escalas: desde la planta entera hasta sólo ramas
terminales (y esto debería ser considerado cuando se sube
New handbook for measurement of plant traits de escala en las mediciones). El área foliar total de las hojas
distantes del punto de muestreo es medido mediante el mismo
método que el utilizado para hojas individuales (ver Sección
3.2.). El área de albura en el punto de muestreo se mide con
más precisión con micrógrafos digitales y programas de
análisis de imágenes (ver programas libres en sección 3.1.).
Sin embargo, un calibre podría funcionar para la mayoría de
las especies en la mayoría de las situaciones. Al medir el área
de la albura se debe procurar excluir la corteza, el floema, el
duramen y la médula del área medida.
Casos especiales o extras
(1) Para especies herbáceas: se pueden aplicar métodos
similares, sin embargo, se debe tener mucho cuidado
de identificar las partes del tallo que pueden conducir
agua; esta distinción puede no ser tan clara como lo
es en la mayoría de las especies leñosas. Para realizar
esa distinción se puede realizar un experimento de
transporte de tintura (ver punto (iii) más abajo).
(2) Cambios estacionales. El crecimiento del cambium en
muchos árboles continúa hasta bastante después de que
la explosión de crecimiento de brotes de la primavera se
haya completado y el área foliar final para la temporada
se haya alcanzado. Debido a esto es mejor medir la
relación área foliar:área de albura lo más tarde posible
en la estación de crecimiento, cuando todos las hojas
recientemente producidas en la estación permanecen
unidas a la planta, pero (para las perennifolias) antes
de que haya ocurrido la abscisión estacional de la hojas
más viejas.
(3) En árboles con anillos porosos: la conductividad
efectiva del xilema cae precipitadamente a medida
que el leño es más viejo, a veces, inclusive, entre muy
pocos anillos de crecimiento. Para estas especies la
conductividad del leño (y la declinación con la edad del
mismo) puede ser cuantificada al poner la parte terminal
del brote en una solución que tiña fuertemente, como
por ejemplo eosina, permitiendo de este modo que el
follaje transpire. Luego de 10 a 20 minutos, se debe
cortar una sección transversal del tallo unos centímetros
por encima de la parte terminal y medir el área teñida.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: Chiba (1991); Eamus and Prior (2001); Maherali and
DeLucia (2001); Mäkelä and Vanninen (2001); McDowell
et al. (2002); Preston and Ackerly (2003); Addington et al.
(2006); Buckley and Roberts (2006); Maseda and Fernández
(2006); Wright et al.(2006); Cornwell et al. (2007); Litton
et al. (2007).
Referencias en metaanálisis: Mencuccini (2003).
Australian Journal of Botany
17
2.9 Proporción de biomasa invertida en raíces
La teoría predice que las plantas de sitios pobres en nutrientes
podrían asignar una fracción mayor de la biomasa nueva a las
raíces y mantener una distribución proporcionalmente más
alta de biomasa en raíces que en tallos. La distribución de la
biomasa de raíces puede ser expresada simplemente como la
fracción raíz/ masa (FRM, sinónimo de índice de raíz- masa,
IRM), se calcula del mismo modo que la proporción de materia
seca en raíces. Debe tenerse en cuenta que medir asignación
de biomasa a raíces propiamente dicha requiere cuantificar las
tasas de recambio y la distribución de la biomasa en pie; esto
es un trabajo muy intenso que rara vez se lleva a cabo. Pese
a esto, asignación y distribución de biomasa son a menudo
utilizados como sinónimos e, independientemente de si este
criterio es apropiado o no, en este trabajo seguiremos esta
convención. Nosotros preferimos la FRM al índice de raíz/
tallo (IRT) que se usa frecuentemente, porque FMR tiene un
rango de 0 a 1 y puede ser interpretado y comparado más
fácilmente, mientras que IRT puede variar desde números
muy pequeños hasta números muy altos. Es notable como
la asignación a raíces puede ser altamente plástica a lo
largo de gradientes de suministro de luz, nutrientes y agua.
Algunos patrones pueden ser aparentemente contradictorios;
esto se debe a que la asignación a raíces puede permitir
mayor eficiencia en conseguir nutrientes subterráneos (lo
cual sería una ventaja, especialmente cuando los recursos
son escasos) pero también una mayor competencia debajo
del suelo cuando los recursos son abundantes. En revisiones
sobre casos experimentales, incluyendo aquéllos que toman
aproximaciones alométricas, FRM típicamente baja con el
incremento de la disponibilidad de nitrógeno. Sin embargo,
otros estudios reportaron que en el campo, las especies de
rápido crecimiento adaptadas a hábitats ricos en nutrientes
mostraron mayor asignación a las raíces que las especies de
crecimiento lento de sitios pobres en nutrientes. De manera
similar, plántulas con respuestas plásticas a baja intensidad
de luz típicamente disminuyen su FRM, mientras que plantas
adaptadas a crecer en lugares sombríos en las selvas de lluvia
suelen tener altas FRM, aparentemente para sobrevivir
periodos de bajo suministro de agua y nutrientes en
competencia con los árboles circundantes. Notar que algunos
reportes de diferencias en FRM a lo largo del gradiente de
recursos son potencialmente confundidos con fallas en el
recuento de la alometría y tamaño (ver Referencias sobre la
teoría, significado y bases de datos más adelante). Además,
la FRM no se traduce directamente en alta tasa de absorción
de recursos del suelo. La menor asignación a raíces podría
ser compensada por mayores longitudes específicas de las
raíces (Ver 5.1) y por una mayor absorción en relación a la
asignación al largo, área superficial o masa de raíces.
18
Australian Journal of Botany La FRM puede ser usada para propósitos comparativos
si es medida para plantas de masa similar. Alternativamente,
si se cosechan plantas dentro de un rango de masa, las
relaciones alométricas pueden ser usadas para estimar la
FRM para plantas de un tamaño dado.
Se debe tener mucho cuidado de cosechar todas las
raíces (ver 5), a pesar de la dificultad de separar las raíces
del suelo, particularmente las raíces finas. Sin embargo, en
estudios en campo, a veces FRM sólo incluye un subset de
todos los tejidos subterráneos, en ese caso el investigador
debe ser claro sobre qué está incluido y que no.
Casos especiales o extras
(1) Órganos de almacenamiento y fraccionamiento de
raíces: La FRM debería incluir, en teoría, todo el
desarrollo de la planta (y por este mismo motivo
¡no debe incluir micorrizas!) Sin embargo, estudios
particulares pueden subdividir fracciones específicas
para propósitos específicos (por ej. raíces finas, raíces
gruesas, coronas, rizomas (para pastos), raíz principal
(en árboles)), para evaluar las proporciones relativas
para cada uno en relación a cada uno de los otros y/o en
relación a la biomasa subterránea.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Evans (1972); Grime (1979); Aerts et al.(1991); Elberse and
Berendse (1993); Veneklaas and Poorter (1998); Aerts and
Chapin (2000); Reich (2002); Sack et al.(2003); Poorter et
al. (2012).
2.10 Resistencia a la salinidad
Muchas áreas del mundo, incluyendo zonas costeras,
zonas con suelos pobremente drenados en climas áridos o
con sistemas de irrigación mal diseñados, muestran altas
concentraciones de sal en el suelo (>100-200 mM NaCl). Sólo
las especies resistentes a la salinidad, que exhiben estrategias
para reducir o evitar los efectos dañinos del exceso de sal
en sus tejidos, son capaces de mantener poblaciones viables
en esas áreas. Las plantas especializadas para habitar en
suelos salinos, y a menudo restringidos a ellos, son llamadas
halófitas.
Entre los miembros de al menos 139 familias de
plantas que incluyen halófitas, la evolución muestra
múltiples soluciones para enfrentar el exceso de sal en el
ambiente, involucrando diferentes caracteres bioquímicos,
fisiológicos, estructurales y/o fenológicos. Por eso, más
que una simple receta para medir la resistencia a la sal, en
esta sección damos un número de caracteres y mediciones
que, en conjunto, ayudan a identificar las especies como
resistentes a la salinidad, especialmente si esas mediciones
están acompañadas por datos sobre la distribución de las
mismas especies? en áreas salinas. Sin embargo, clasificar
N. Pérez-Harguindeguy et al.
una especie como sensible a la sal sólo teniendo en cuenta
estos caracteres podría ser problemático. Para realizar dicha
clasificación son necesarios ensayos experimentales sobre
supervivencia de plantas y crecimiento bajo condiciones
salinas (lo cual no es tarea sencilla y lleva mucho tiempo,
cuando se deben revisar múltiples especies). Los caracteres
descriptos a continuación permiten hacer una evaluación
cualitativa más que cuantitativa de la resistencia a la
salinidad y no permiten la clara separación de plantas más o
menos resistentes a la salinidad de las verdaderas halófitas.
Esperamos que este texto estimule la investigación hacia
enfoques más innovadores y protocolos que puedan probar la
resistencia a la salinidad de manera más eficiente y de forma
más exhaustiva.
En esta sección hemos simplificado clasificaciones
previas de los mecanismos por los que las plantas tratan el
exceso de NaCl ambiental, enfocándose en tres estrategias
comunes. Algunas especies resistentes a la salinidad pueden
limitar la absorción por raíz del Na+ potencialmente
dañino (“excluidores” de NaCl). Otras especies resistentes
a la salinidad, que no pueden evitar significativamente la
absorción del NaCl, excretan activamente el exceso de sal
o bien acumulan NaCl en vacuolas celulares para impedir
la toxicidad para el citosol. Este último grupo (tolerantes
a la salinidad) son especies a menudo suculentas, con
muchas de las características de las especies tolerantes a la
sequía. Muchas especies resistentes a la salinidad poseen
mecanismos bioquímicos para reducir el estrés salino o
daño en los tejidos, mediante la acumulación de solutos
compatibles (incluyendo metabolitos secundarios) en el
citosol. Los caracteres de resistencia a la salinidad detallados
a continuación se encuadran en las categorías precedentes,
excepto adaptaciones bioquímicas especiales que no son
tratadas aquí.
Qué medir y cómo hacerlo
Absorción radicular selectiva de cationes: Las raíces de
muchas plantas resistentes a la salinidad (particularmente
monocotiledóneas) pueden discriminar el Na+ mientras
mantienen la absorción del elemento esencial K+. Esta
selectividad de K+ por sobre el Na+ incrementan la proporción
K+: Na+ en el citosol comparado con la proporción en el
medio de las raíces. Como estas proporciones pueden variar
con muchos factores ambientales, incluyendo precipitaciones
y evapotranspiración, sugerimos realizar el muestreo de hojas
y de suelo en al menos tres días diferentes, en intervalos de
2 semanas o más durante la estación de crecimiento; evitar
recolectar las hojas antes de 5 días después de lluvias
especialmente copiosas o prolongadas. Coleccionar hojas de
5 plantas separadas (Ver Apéndice 1), y muestras de suelo
de la principal zona de raíces finas debajo de cada planta.
Las concentraciones de Na+ y K+ de cada muestra deben ser
New handbook for measurement of plant traits determinadas en laboratorio por medio de análisis estándar.
Los métodos más utilizados y convenientes incluyen la
Espectometría atómica de emisión (EAE), también llamada
fotometría de llama, y Espectometría atómica de absorción
(EAA). En general, las muestras foliares deben ser molidas
con una parte de agua, y de ese homogeneizado se hace un
extracto por filtración. Para el análisis de suelo, se debe
agregar agua al suelo seco hasta que se sature de agua, luego
extraer el líquido por succión o filtración por vacío. Los
análisis de Na+ y K+ pueden ser realizados en la fase acuosa
o luego de la evaporación dependiendo de los métodos de
análisis del Na+/K+ utilizados.
Una vez obtenidos los contenidos de Na+ y K+ de
plantas y de suelos, calcular, para cada planta y su muestra de
suelo asociado, la selectividad por K:Na (S) como S= ([K+]/
[Na+])planta / ([K+]/[Na+])suelo. Un valor medio de S para una
especie se calcula desde la media de todos los valores S de
las réplicas por fecha de muestreo tomando el promedio de
éstos dividido todas las fechas de muestreo.
Excreción de sal: Las especies excretoras de sal expulsan
NaCl a través de glándulas especiales o vesículas, usualmente
ubicadas en la cara abaxial de sus órganos fotosintéticos
(generalmente hojas, pero en algunos casos tallos). Estas
glándulas son a menudo visibles (especialmente bajo lupas
de mano) como manchas blancas pequeñas, de forma
irregular que en realidad son la sal excretada depositada
sobre la superficie de la glándula. El sabor salado de éstas
lo confirma. Algunas especies excretan sal por sus raíces.
Aunque esto es más difícil de observar, se pueden observar
excreciones de sal similares en algunas raíces descubiertas
en la toma de muestras de suelo. Debe tenerse en cuenta que
las excreciones de sal en raíces y tallos pueden ser lavadas
en períodos húmedos, por lo que son mejor observadas luego
de un período seco.
Compartimentalización de la sal: La clara suculencia de
las hojas o tallos fotosintéticos indica compartimentalización
de la sal. Los tallos fotosintéticos suculentos pueden
ser tratados y medidos como si fueran hojas (ver Casos
especiales o extras en 3.1). La suculencia lleva a altos
valores de Contenido de agua foliar (CAF) y de Espesor
foliar (EF) por lo que la suculencia puede ser cuantificada
como el producto de estos parámetros [suculencia (mm)
= EF * CAF] (ver 3.3.). Valores > 800-1000 mm indican
suculencia significativa.
La suculencia relacionada con la sal es encontrada
casi exclusivamente en dicotiledóneas pero ciertas
monocotiledóneas tolerantes a la sal pueden ser de alguna
manera suculentas, por ejemplo Elytrigia juncea en las
dunas costeras. Las suculentas tolerantes a la sal muestran
un alto nivel de NaCl en sus hojas, lo que las distingue de las
suculentas CAM (ver 3.12; algunas suculentas tolerantes a la
sal son en realidad también CAM). Esto podría detectarse por
el análisis de Na en extracto de las hojas o tallos mencionado
arriba, o podría ser revelado muy fácilmente midiendo la
Australian Journal of Botany
19
conductividad eléctrica de esos extractos (Ver 3.14 pérdida
de electrolitos) que requiere solamente un medidor de
conductividad, simple y fácil de conseguir (NaCl en solución
produce una conductividad alta). Una evidencia cualitativa
de este carácter puede ser una combinación de hojas
“jugosas” y un evidente sabor salado cuando se mastica el
tejido. Esta propiedad ha hecho a algunas halófitas populares
como alimento para los humanos, por ej. Salicornia spp.
Casos especiales y extras
(1) Suculentas y halófitas. Muchas suculentas tolerantes a
la sal son halófitas y crecen únicamente en ambientes
salinos; la expresión de los caracteres anteriormente
descriptos puede depender de la salinidad real del suelo
donde están creciendo. Entonces, sugerimos medir la
concentración de sal en el suelo (como describimos en
el Apartado Absorción selectiva de cationes radicales,
en esta misma Sección) para complementar la medición
de caracteres. Muchos otros descriptores de hábitats
relacionados con la sal también son relevantes, por
ejemplo elevación y duración de la inundación marina
diaria (si la hubiera) en pantanos o costas, y la posición
relativa a la marca de la marea, visible como resaca,
o parches blancos en la superficie del suelo, indicando
cristales de sales en las áreas secas.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Flowers et al.(1977); Yeo (1983); Rozema et al. (1985);
Flowers et al. (1986); Zhu (2001); Breckle (2002); Munns
et al. (2002); Vendramini et al.(2002); Ashraf and Harris
(2004); Flowers and Colmer (2008).
Más sobre metodología: Jennings (1976); Maas and
Hoffman (1977); FAO (1999); Breckle (2002); Vendramini
et al.(2002).
2.11 Tasa de crecimiento relativo y sus componentes
La tasa de crecimiento relativo (TCR) es un indicador
importante de la estrategia de la planta con respecto a la
productividad y los regímenes de disturbio del ambiente. La
TCR es el incremento (exponencial) en tamaño en relación al
tamaño de la planta tal como era al principio de un intervalo
de tiempo dado. Expresada de esta manera, la tasa de
crecimiento puede ser comparada entre especies e individuos
que difieren ampliamente en tamaño. Midiendo por separado
la masa de hojas, tallos y raíces, junto con el área foliar, se
puede obtener, de forma relativamente simple, una buena
idea de los componentes subyacentes a estas variaciones
en la tasa de crecimiento. Estos componentes subyacentes
están relacionados con la asignación de biomasa (fracción de
masa foliar, la fracción de la biomasa de la planta asignado
a hojas), la morfología foliar (ver 3.1), y la fisiología (Tasa
por unidad foliar (TUF), que es la tasa de incremento en
20
Australian Journal of Botany la biomasa de la planta por unidad de área foliar; ésta es
una variable íntimamente relacionada con la tasa diaria de
fotosíntesis por unidad de área foliar; también conocido
como Tasa de asimilación neta).
¿Qué medir y cómo hacerlo?
Lo ideal es medir TCR en base a la masa seca de la
planta completa, incluyendo las raíces. El análisis del
crecimiento requiere una cosecha destructiva de dos o más
grupos de plantas individuales (una recolección inicial y una
final) que hayan crecido tanto bajo condiciones controladas
de laboratorio como en el campo. Los individuos deberían
estar aclimatados a las condiciones de crecimiento actuales.
El número real de plantas que deben ser colectadas para
una estimación confiable aumenta con la variabilidad en la
población. La variabilidad en el tamaño de los individuos?
puede ser reducida haciendo crecer un gran número de
plantas y seleccionando a priori individuos de tamaños
similares para el experimento, descartando los individuos
grandes y los pequeños. Como alternativa, las plantas
pueden ser agrupadas por observación directa en categorías
por tamaño, con igual número de plantas por categoría que
el número de recolecciones. Para recolectar una planta de
cada categoría cada vez, cada recolección debería incluir
una muestra representativa de la población total estudiada.
Los intervalos entre cada recolección pueden variar desde
menos de una semana (en el caso de las especies herbáceas
de rápido crecimiento) hasta más de dos meses (en el caso
de individuos juveniles de especies leñosas de crecimiento
lento). Como regla práctica, los intervalos de recolección
deben ser elegidos de tal forma que las plantas hayan ganado
menos del doble de masa durante ese intervalo.
En la recolección, se excava el sistema radical completo y
a continuación se lo limpia, lavando el suelo cuidadosamente
(ver detalles sobre el procedimiento en 5). Las plantas se
dividen en tres partes funcionales: hojas (intercepción de
luz y absorción de carbono), tallo (soporte y transporte) y
raíces (absorción de agua y nutrientes; almacenaje). Los
pecíolos pueden también estar incluidos en la fracción del
tallo (reflejan el soporte, ésta es la opción que preferimos),
o incluirlos en la fracción de hojas (a la cual los pecíolos
pertenecen morfológicamente), o pueden ser medidos por
separado. El área foliar debe ser medida (por detalles ver 3.1)
antes de que las diferentes partes de la planta sean secadas en
estufa por al menos 48 horas a 70° C y pesadas.
Las recolecciones destructivas proveen de mucha
información pero son extremadamente laboriosas y, por su
naturaleza, destruyen al menos una parte de los materiales
estudiados. Alternativamente, o adicionalmente, se puede
hacer un seguimiento no destructivo del crecimiento para
un número de individuos (ca. 10-15 de individuos por
tratamiento) midiendo algún aspecto del tamaño de la planta
en dos o más momentos en el tiempo. Al medir repetidamente
N. Pérez-Harguindeguy et al.
los mismos individuos se puede obtener una impresión
más precisa de la TCR. Sin embargo, la TCR no puede ser
factorizado en sus componentes. Además, si los individuos
son manipulados repetidamente puede causarse un retardo en
el crecimiento. Idealmente, en especies leñosas, se determina
todo el volumen de los tallos (y ramas) (ver 4.1), o el área
total de hojas en el caso de las plantas herbáceas. En este
último caso, el largo y ancho de la hoja se miden junto con
el número de hojas. A fin de estimar el área foliar, se debe
usar una muestra de hojas separada (ca.20), para determinar
la pendiente de la regresión lineal del largo de la hoja por el
ancho.
¿Cómo calcular la TCR?
De dos colectas consecutivas en t1 y 2, recolectando masa
vegetal M1 y M2, el promedio de TCR es igual a:
TCR = (lnM2 – lnM1) / (t2 – t1)
En el caso de un diseño bien balanceado, donde las
plantas están apareadas, probablemente lo más sencillo sea
calcular TCR y sus parámetros de crecimiento para cada par
de planas, y luego usar los valores de TCR para cada par para
promediar en la población. Por lo demás, el promedio de la
TCR en todo el grupo de plantas es calculado con la misma
ecuación. Al hacerlo, asegurarse de primero transformar la
masa total de cada planta antes de promediar. En el caso
de más de dos recolecciones, el promedio de TCR debe ser
derivado de la pendiente de la regresión linear del ln (masa)
sobre el tiempo.
El promedio de TUF en un período dado es:
TUF = [ (M2 – M1) / (A2 – A1) ] × [ (lnA2 – lnA1) / (t2 – t1) ]
Donde A1 y A2 representan el área foliar en t1 y t2,
respectivamente Nuevamente, la opción más simple es
calcular TUF de cada par de plantas.
El promedio de la Relación de Masa Foliar (RMF)
durante ese período es el promedio de los valores de la
primera y la segunda recolección:
RMF = [ (MH1 / M1) + (MH2 / M2) ] /2
Donde MH1 y MH2 indican la masa foliar en t1 y t2,
respectivamente
De manera similar, el promedio de AFE es:
AFE = [ (A1 / MH1) + (A2 / MH2) ] /2
Casos especiales o extras
(1) Errores en los registros atribuibles al tamaño de
la semilla: Especialmente las plántulas de especies
arbóreas pueden aprovechar las reservas de las semillas
por un largo tiempo después de la germinación. La
inclusión de la semilla en la masa total de la planta va a
New handbook for measurement of plant traits causar entonces una sobrestimación del crecimiento. Por
eso, para semillas grandes y persistentes la disminución
en la masa de la semilla entre t1 y t2 puede ser sumada a
M1 (excluyendo la masa de la semilla de M1 y M2)
(2) Desviación ontogénica: A medida que las plantas
cambian en el tiempo, reajustan su asignación de biomasa,
morfología y fisiología foliar. Como consecuencia
de ello, RMF, AFE y TUF podrían cambiar con el
tamaño de la planta, y TCR generalmente disminuye
a lo largo del tiempo, sobre todo en las especies de
crecimiento rápido. Esto no desmerece el uso de la
TCR, puesto que el crecimiento de una planta no es
necesariamente estrictamente exponencial. Siempre y
cuando el crecimiento de la planta sea de alguna manera
proporcional al tamaño de la planta actual, TCR es un
parámetro apropiado que encapsula el promedio de la
TCR en un período de tiempo dado. Sin embargo, la
desviación ontogénica es una característica importante
del crecimiento de una planta, y una alta frecuencia de
recolección puede proveer un mejor entendimiento del
fenómeno. Al comparar especies o tratamientos, podría
ser una opción comparar plantas de un tamaño dado
o un intervalo de tamaños, más que en un período de
tiempo dado.
(3) Relacionado con la desviación ontogénica: los arbustos
y árboles acumulan crecientes cantidades de xilema
del que una proporción importante no es tejido vivo,
dependiendo de la especie. Esta masa inerte reduciría
en gran medida la TCR. Estudios previos expresan la
TCR (“tasa de producción relativa”) de las partes vivas
de las grandes plantas leñosas tratando el incremento
de biomasa durante el año 1 como M1 y el incremento
durante el año 2 como M2. Las mediciones también se
podrían basar en los incrementos en el diámetro anual
(o en el volumen).
(4) Curvas suaves: En el caso de recolecciones frecuentes
(pequeñas cantidades de biomasa), puede aplicarse una
técnica especial, en la que curvas polinomiales son
ajustadas a los datos. ¡Esto es un arte en sí mismo!
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Evans (1972); Grime and Hunt (1975); Kitajima (1994);
Cornelissen et al.(1996); Walters and Reich (1999); Poorter
and Nagel (2000); Poorter and Garnier (2007); Rees et al.
(2010).
Más sobre métodos: Evans (1972); Causton and Venus
(1981); Hunt (1982); Poorter and Lewis (1986); Poorter
and Welschen (1993); Cornelissen et al.(1996); Rees et al.
(2010).
2.12 Inflamabilidad de plantas
Los caracteres que aumentan la inflamabilidad influyen
considerablemente sobre el régimen de fuego en regiones
Australian Journal of Botany
21
(periódicamente) secas, y por lo tanto tienen impactos
ecológicos importantes (particularmente en la dinámica
del ecosistema), así como consecuencias socioeconómicas
y climáticas. La inflamabilidad intrínseca de una planta
depende tanto de sus caracteres cuando está viva como del
efecto de sus hojas, ramas y tallos luego de la muerte de estos
órganos. La inflamabilidad de estos órganos (ya sea vivos o
muertos) depende de (1) el tipo y la calidad del tejido, y (2)
la arquitectura y estructura de la planta y sus órganos (las
cuales afectan principalmente la conductividad del calor).
Note que la inflamabilidad de una determinada
especie puede ser enmascarada por la inflamabilidad de la
comunidad de plantas en su conjunto (por ej. cantidad de
broza, estructura y continuidad de la comunidad, contenido
de materia orgánica del suelo) y por las condiciones
climáticas particulares (por ej. luego de un período largo de
sequía, muchas plantas arderán independientemente de su
inflamabilidad).
¿Cómo definirla y medirla?
La inflamabilidad (definida en sentido amplio como la
propensión a quemarse) es un carácter funcional compuesto.
Sus componentes varían según los autores y las disciplinas.
La mayoría de los estudios se basan en la medición de la
inflamabilidad de pequeños fragmentos de plantas en
cámaras bajo condiciones controladas (en laboratorio).
Aunque estos procedimientos producen resultados altamente
estandarizados, no necesariamente son buenos estimadores
de la inflamabilidad de porciones enteras de plantas. Aquí
proponemos un método estándar para medir inflamabilidad
en el cual la estructura y arquitectura básica de la porción
de planta medida es preservada (ver Más sobre métodos en
esta Sección, y la Fig. 2 para una ilustración). Este método
involucra un aparato de tecnología muy simple en el cual se
colocan porciones de plantas de hasta 70 cm de longitud, que
son pre-calentadas y encendidas de una forma estándar, y
luego se realizan las siguientes mediciones:
a) temperatura máxima alcanzada durante el quemado (en
°C; TM, o MT por sus siglas en inglés), medida con
un termómetro infrarrojo desde una distancia de 50 cm
hasta la muestra;
b) tasa de quemado (TQ, o BR por sus siglas en inglés), es
un valor obtenido al dividir la longitud de la muestra que
se quemó (en cm) por el tiempo en el que ese fragmento
se quemó (en segundos). Esta tasa da una idea de cuán
rápido las llamas pueden esparcirse a través de la planta
y hasta qué punto la planta es capaz de trasladar el
fuego; y
c) porcentaje de biomasa consumida (BC, o BB por sus
siglas en inglés) consiste en una estimación visual de
la biomasa consumida (intervalos porcentuales); los
intervalos son 1 = <1%, 2 = 1–10%, 3 = 11–25%, 4 =
22
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
Fig. 2. Vista general del dispositivo para medición a campo de la inflamabilidad de plantas (reproducido con autorización de
Jaureguiberry et al. 2011). (a) parrilla; (b) termómetro de la parrilla; (c) regulador de temperatura; (d) válvula de seguridad; (e) conexión al
cilindro de gas; (f) patas removibles; (g) válvula del soplete; (h) soplete; (i) quemadores; (j) agujeros de ventilación; (k) barril contenedor;
(l) protección contra el viento, removible; (m) cilindro de gas. Ver el texto principal para especificaciones técnicas.
26–50%, 5 = 51–75% and 6 = 76–100%.
Luego de realizadas las mediciones anteriores, para
calcular la inflamabilidad total los valores obtenidos para
cada componente deben ser transformados a una escala
proporcional, en donde el valor 1 es asignado a un valor de
referencia. En el caso de BC, el valor 1 se asignó al valor
máximo posible de este componente (i.e. 6), mientras que
para los otros componentes el valor de referencia se basó en
la literatura y en los resultados de nuestros experimentos.
Los valores de referencia son: TM = 500°C; TQ = 1 cm–
1
. Los valores estandarizados de TM, TQ y BC son luego
sumados para obtener un valor compuesto de inflamabilidad
(redondeado a dos decimales) que puede variar entre 0
(inflamabilidad nula) y ~3 (máxima inflamabilidad).
Como alternativa a la medición directa de inflamabilidad, se
puede obtener una estimación midiendo varios atributos de
las plantas que se sabe influyen la inflamabilidad de la misma.
Para cada uno de los atributos descriptos abajo (contenido de
agua de tallos y ramas, arquitectura de la copa, relaciones
superficie:volumen, biomasa muerta en pie, aceites, ceras y
resinas volátiles) se definen cinco clases. La inflamabilidad
es luego calculada como el promedio (redondeado a un
decimal) de los valores de las clases asignados a cada uno
de los atributos individuales mencionados (ver en Tabla 1
los rangos de valores de cada atributo dentro de cada clase).
Recomendamos poner a prueba y calibrar esta estimación
contra mediciones directas de inflamabilidad como se
describió más arriba, o contra mediciones directas de
ignitabilidad y combustibilidad como se describe en Casos
especiales y extras en esta Sección.
New handbook for measurement of plant traits Australian Journal of Botany
23
Tabla 1. Caracteres de inflamabilidad de plantas.
En esta Tabla se muestras las clases a las que se pueden asignar los caracteres componentes para estimar inflamabilidad. La inflamabilidad
en sí misma se calcula promediando los valores de clase (redondeando a 1 decimal) de todos los componentes de la inflamabilidad. La
inflamabilidad va de 1 a 5. Para calcular el tiempo de secado de las ramas terminales (que es muy probable que esté inversamente relacionado
con el contenido de materia seca de las ramas terminales, recomendamos consultar la sección 4.2. Contenido de materia seca en ramas
terminales).
Contenido de agua de ramas y hojas. Es esperable
que la inflamabilidad sea mayor en especies con mayor
contenido foliar de materia seca (ver protocolo en Sección
3.3) y contenido de materia seca de ramas (ver protocolo en
Sección 4.2) y es probablemente también una función de la
tasa de secado (aquí representado inversamente por el tiempo
de secado desde la saturación hasta el equilibrio de secado).
Arquitectura de la copa. Las plantas con arquitecturas
complejas, i.e. con una extensa ramificación, tienden a
esparcir el fuego fácilmente. El grado (número de órdenes)
de ramificación se utiliza aquí como un predictor cercano de
la complejidad arquitectural de la copa, y su valor varía entre
cero (sin ramas) y 5 (cuatro o más órdenes de ramificación)
(ver Sección 2.7).
Relaciones superficie:volumen. Las ramas más
pequeñas (i.e. ramas con una sección transversal de área
pequeña) y las hojas más pequeñas deberían tener una mayor
relación superficie:volumen (y por ende una tasa de secado
más rápida) y por lo tanto deberían ser más inflamables.
Dado que el tamaño de las ramas y las hojas tiende a estar
correlacionado en comparaciones inter-específicas, de
acuerdo con reglas alométricas, en este protocolo utilizamos
el tamaño de la hoja para representar ambos caracteres. Una
complicación que puede aparecer es que algunas especies no
tienen hojas durante la estación seca. Sin embargo, es muy
probable que la broza de esas mismas especies todavía esté
presente en la comunidad y afecte la inflamabilidad durante
la temporada seca (ver Sección 3.2). Debe tenerse en cuenta
que en incendios de superficie, una acumulación sustancial
de broza de especies de hojas pequeñas podría formar una
capa densa y compacta, obstruyendo el flujo de oxígeno e
inhibiendo la propagación del fuego considerablemente.
Biomasa muerta en pie. La cantidad relativa de material
vegetal fino muerto (ramas, hojas, inflorescencias, corteza)
todavía adherida a la planta durante la estación seca es
crítica, ya que estos materiales tienden a tener un muy bajo
contenido de agua y por lo tanto aumentan la inflamabilidad
de las plantas. Se considera como material vegetal fino todo
aquel con un diámetro o espesor menor a 6mm. Definimos
cinco clases subjetivas desde ‘sin material vegetal fino
muerto en pie’, via ‘material vegetal fino muerto en pie
sustancial’ a ‘planta entera muerta en pie’.
Aceites volátiles, ceras y resinas contribuyen a la
inflamabilidad en varias especies de plantas. Este es un
carácter categórico subjetivo que varía desde ‘ausentes’
hasta ‘concentraciones muy altas’. Debe prestarse atención
a los olores aromáticos (o a olores fuertes o desagradables),
así como a sustancias pegajosas, que son liberadas al frotar,
romper o cortar distintas partes de la planta. Flores y frutos
aromáticos no son diagnósticos para este carácter.
Casos especiales y extras
(1) Ignitabilidad indica cuán fácilmente una planta se
enciende (i.e. comienza a producir una llama). Puede ser
medida directamente a través de la medición del tiempo
requerido para que una parte de la planta produzca una
llama cuando es expuesta a una determinada fuente
de calor localizada a una distancia establecida. Los
experimentos de ignitabilidad se realizan usualmente
numerosas veces (por ej. 50 veces), y los diferentes
combustibles son clasificados teniendo en cuenta tanto
la proporción de igniciones exitosas (frecuencia de
ignición) y el tiempo requerido para producir llamas
(demora de ignición). Los tejidos que producen
24
Australian Journal of Botany llamas rápidamente en la mayoría de las pruebas
son clasificados como extremadamente inflamables,
mientras que los tejidos que rara vez producen una
llama y/o requieren mucho tiempo para producir una
llama son considerados de muy baja ignitabilidad.
Estos experimentos son realizados en el laboratorio
bajo condiciones controladas (humedad y temperatura)
colocando una fuente de calor (por ej. un radiador
eléctrico, un epirradiador, o una llama expuesta) a una
distancia determinada (unos pocos centímetros) de la
muestra. Los valores usados para clasificar las especies
de acuerdo con su ignitabilidad dependen del tipo y
el poder de la fuente de calor, de la distancia entre la
fuente de calor y la muestra, de la forma y el tamaño
de las muestras y de la humedad relativa del ambiente
en los días previos a la prueba; estas condiciones
experimentales deberían ser mantenidas constantes
para todas las pruebas y todas las muestras. Aquí
proponemos utilizar una llama expuesta a 420 °C,
colocando el material vegetal a 4cm de la llama. Se
utiliza una cantidad estándar de 1g de material fresco.
(2) Conductividad del calor de los tejidos de la planta
(combustibilidad). Puede ser medida por el contenido
de calor (valor calorífico, kJ g–1), el cual es una medida
general de la energía térmica potencial que puede
ser liberada durante el quemado del combustible. Se
mide con un calorímetro adiabático de bomba usando
porciones del combustibles de ~1 g. La humedad relativa
del ambiente en los días previos a la prueba debe ser
estandarizada. La evidencia muestra que el contenido de
calor varía relativamente poco entre especies y no es un
componente importante de la variación interespecífica
de la inflamabilidad.
(3) Combustibilidad y variables estructurales. Respecto
a la relación superficie:volumen, otras variables
estructurales han sido utilizadas para caracterizar
la combustibilidad, especialmente la proporción
de biomasa de diferentes clases de combustible
(distribución de tamaños). Típicamente, las clases de
combustibles usadas son las fracciones de biomasa
de (1) follaje, (2) combustible leñoso fino vivo (<6mm de diámetro; a veces subdividido en <2.5 y 2.5–6
mm), (3) combustible leñoso fino muerto (<6 mm), y
(4) combustible leñoso grueso (6–25, 26–75, >75 mm).
La proporción sumada de combustibles finos vivos
y muertos (follaje y leñosos de <6 mm) podría ser el
mejor estimador de la relación total superficie:volumen.
(4) Densidad aparente del combustible (= peso
del combustible/volumen del combustible) y
compactibilidad de la copa (relación volumen del
combustible:volumen de la copa). Ambos componentes
han sido utilizados para caracterizar la conductividad
del calor, principalmente a nivel de población y
N. Pérez-Harguindeguy et al.
comunidad. Valores altos en estas características
sumados a una alta acumulación de broza y una baja
tasa de descomposición de la misma incrementan la
combustibilidad de la comunidad.
Referencias sobre teoría, significancia y grandes bases
de datos:Mutch (1970); Rothermel (1972); Bond and
Midgley (1995); Bond and Van Wilgen (1996); Schwilk and
Ackerly (2001); Gill and Zylstra (2005); Scarff and Westoby
(2006); Cornwell et al. (2009); Pausas et al. (2012).
Más bibliografía sobre métodos: Papió and
Trabaud (1990); Stephens et al. (1994); Valette (1997);
Dimitrakopoulos and Panov (2001); Etlinger and Beall
(2004); Scarff and Westoby (2006); Van Altena et al. (2012);
para inflamabilidad de porciones enteras como se describió
más arriba, ver Jaureguiberry et al. (2011).
2.13. Caracteres relacionados al uso del agua
Las plantas juegan un rol clave en los ciclos hidrológicos
de los ecosistemas terrestres, incluyendo la captura, la
retención y (re) distribución espacial del agua superficial
y subterránea, y la pérdida de agua por evaporación y
transpiración. Hay diferencias considerables entre las
especies en el grado y la manera en la cual éstas influyen
en el flujo de agua. Las diferencias entre especies afectan
no sólo su propio crecimiento y supervivencia sino también
procesos ecosistémicos clave tales como el crecimiento
y el reciclado de nutrientes, a través de efectos directos e
indirectos en la distribución de la humedad. Esta sección se
enfoca en los caracteres de las plantas que afectan el flujo
hidrológico externo a las plantas, y por consiguiente excluye
los caracteres relacionados con el flujo de agua en la planta o
el almacenamiento de agua en la planta (ver 3.3 y 4.4, entre
otros). Las diferencias entre especies en el impacto sobre
el flujo de agua se deben principalmente a diferencias en la
arquitectura de la planta, la morfología y las características
de la superficie, todas las cuales pueden ser cuantificadas.
Otros efectos importantes que no serán discutidos aquí son
los de la acumulación de mantillo y la presencia de pequeñas
plantas sobre el escurrimiento superficial y la infiltración,
y también el efecto de las raíces sobre los movimientos
subterráneos de agua a través de vías preferenciales y la
alteración de la hidráulica de los suelos.
Una gran parte de la precipitación incidente golpea
la superficie de las plantas antes de alcanzar el suelo.
El destino de esa agua puede ser: (1) escurrimiento; (2)
retención seguida de evaporación o absorción en la hoja; (3)
liberación como escurrimiento a consecuencia del drenaje
de las superficies foliares saturadas; (4) drenaje vía ramas
pequeñas y tallos (flujo caulinar). La precipitación alcanza el
suelo como flujo foliar o flujo caulinar. La intercepción de la
lluvia caída regula la cantidad de agua que llega al suelo (y
New handbook for measurement of plant traits a las raíces de las plantas) y puede asegurar un suministro de
agua menos erosivo durante y después de lluvias copiosas.
La intercepción de agua está influenciada por la densidad
de las copas de las plantas presentes y por su habilidad de
retener agua en su superficie. La retención de agua en la
superficie de las plantas es mayor con bajas intensidades de
lluvia y en ausencia de vientos. A medida que se aproximan
a la saturación, la intercepción de más cantidad de agua lleva
al drenaje del exceso de agua (pero ver intercepción de niebla
en Casos especiales y extras, más abajo) Los caracteres
de las plantas que determinan la retención de agua real en
las superficies de las plantas en un ambiente dado son los
ángulos y la mojabilidad de la hoja. Las superficies foliares
más hidrofóbicas van a presentar ángulos de contacto agudos
entre las gotas de agua y la superficie de la planta (hoja o
tronco) y las gotas tienden a quedar separadas, mientras
que las superficies hidrofílicas tienen ángulos de contacto
pequeños y el agua se distribuye sobre la superficie como
una película. Los caracteres de la superficie que más afectan
la mojabilidad son las ceras cuticulares y los tricomas.
¿Cómo tomar las mediciones?
1. Apertura de la copa. La apertura de la copa es un
determinante importante de la fracción de escurrimiento
libre (p) (así como su intercepción de luz).
Recomendamos tomar medidas de plantas individuales
por especie, que posean una mínima superposición
de la copa con sus vecinos y un mínimo follaje de
los vecinos debajo de su copa. La apertura de la copa
puede ser estimada fotográficamente. Para ello, el lente
debe ser sostenido cuidadosamente en forma horizontal
debajo de la copa y capturar con la imagen sólo la copa
entera. Si las fotografías digitales tienen suficiente
contraste, se puede calcular la fracción de cielo (luz)
relativa a la cobertura de follaje (oscuro) dentro del
contornos de la copa mediante un software para manejo
de imágenes. Si el tiempo o los recursos son limitados
la apertura de la copa abierta puede utilizarse para
predecir el escurrimiento libre. Sin embargo, p no es
necesariamente igual a la apertura de la copa, porque las
gotas de lluvia no caen siempre estrictamente de forma
vertical. Ver más abajo Casos especiales y extras para
la medición directa de p.
2. Flujo caulinar. El flujo caulinar puede ser cuantificado
mediante la colocación de collares o espirales alrededor
de los tallos y la canalización/recolección? del agua que
corre hacia/por los tallos en un colector. Usualmente,
se fija alrededor del tallo un molde flexible con forma
de canaleta (por ej. una manguera cortada a la mitad) y
se sella con silicona, u otro impermeabilizante, en su
base al tallo. En el fondo de la canaleta una manguera
lleva el agua capturada a un colector. Los collares y
Australian Journal of Botany
25
los colectores deben ser capaces de contener grandes
volúmenes de agua porque el escurrimiento por los
tallos concentra el agua interceptada por grandes áreas
de follaje. Para mediciones cuantitativas sobre el alcance
de la canalización del agua a través de los tallos de las
diferentes especies, es importante hacer comparaciones
en situaciones similares de precipitaciones o utilizando
simuladores de lluvia. El escurrimiento por los tallos
varía con el tamaño y arquitectura de la planta, por
lo que estos caracteres influyen sobre la capacidad de
almacenaje de agua en los tallos, la inclinación de los
ángulos de los tallos, el alcance de las ramas, etc. Desde
la perspectiva de los caracteres de las plantas, el flujo
por los tallos se expresa mejor como un porcentaje del
volumen de lluvia que cae sobre la planta:
Escurrimiento por los tallos [%] = Escurrimiento por
los tallos [L] / (precipitación [mm] × área protegida por
la copa [m2]) × 100%
3. Retención de agua sobre las superficies de la planta.
Este parámetro puede ser estimado a nivel de la planta
completa o para partes de la planta (tales como hojas
o tallos). El procedimiento involucra: 1) pesar de la
planta (o su fragmento) sin la superficie de agua; 2)
humedecer la planta (o su fragmento); y 3) pesar la
planta (o su fragmento) ya humedecido. La cantidad de
agua retenida puede ser expresada en formas diferentes,
incluyendo agua por unidad de superficie o por área
de proyección de la copa. El humedecimiento puede
ser logrado por inmersión o por simulación de lluvia
o niebla. La inmersión tenderá a mostrar el máximo
de retención de agua, lo cual, en el campo, es al azar.
Las estimaciones más realistas son obtenidas usando
precipitaciones naturales o simuladas con plantas en el
campo. Se pueden encontrar diseños para simuladores
de lluvia o niebla en la literatura sobre erosión del
suelo y aplicación de pesticidas, respectivamente. La
retención de lluvia también puede ser estimada como la
intercepción total (precipitación menos flujo de follaje
y flujo caulinar) de un evento de lluvia discreto que es
sólo suficientemente grande como para saturar la copa,
en una situación de evaporación insignificante. Esta
medición da una estimación de la retención de agua, en
situaciones donde pesar es impráctico o imposible.
4. Mojabilidad de la hoja. Con qué facilidad una hoja
puede humedecerse se determina midiendo los ángulos
de contacto entre las gotas de agua y la superficie de
la hoja. Las hojas en las superficies repelentes al agua
tienen grandes ángulos de contacto y son más esféricos.
Se coloca con una pipeta una gota de volumen estándar
(2-5 μL) sobre la superficie de la hoja y se observa desde
un lado usando un microscopio. El microscopio puede
estar ajustado con un goniómetro para la medición
directa del ángulo, o se pueden obtener imágenes con
26
Australian Journal of Botany una cámara. Una alternativa a la medición del ángulo
de contacto es su cálculo basado en mediciones del área
de contacto entre la gota y la hoja.
La estrategia de muestreo depende del objetivo de la
investigación. Elegir hojas al azar o seleccionarlas de
una forma estandarizada de acuerdo a la posición de la
hoja en la planta o la edad de la hoja. Para la mayoría
de las hojas, la superficie superior (usualmente adaxial)
es la superficie lógica para mediciones de mojabilidad.
Para otras, particularmente aquéllas isolaterales o tipo
aguja, así como también hojas que están expuestas
a menudo a lluvias que caen diagonalmente, niebla
o neblina, se recomienda hacer mediciones en ambas
caras de la hoja.
5. Capacidad de retención de gotas. Puede ser medida
colocando una gota de agua en la superficie horizontal
de la hoja y midiendo el ángulo de inclinación de la
hoja al cual la gota comienza a moverse. Es útil medir la
habilidad de retención de las gotas en las mismas hojas
que fueron usadas para medir mojabilidad.
N. Pérez-Harguindeguy et al.
(2) (3) Casos especiales o extras
(1) Escurrimiento libre (p). El parámetro p puede ser
estimado gráficamente como la pendiente de la línea de
regresión que describe la relación entre el escurrimiento
y la lluvia, usando los eventos de precipitación que
son insuficientes en cantidad e intensidad para causar
escurrimiento en estas plantas. Si la precipitación es
registrada continuamente, las observaciones hechas
inmediatamente después del comienzo de eventos
de precipitación importantes pueden ser utilizadas
también. Para aplicaciones a pequeña escala y en
estudios comparativos, se pueden usar simuladores de
lluvia. En la mayoría de los casos, el escurrimiento libre
va a ser ligeramente sobreestimado porque parte de la
lluvia que golpea la vegetación puede no ser retenida
debido a la fuerza del impacto o debido al movimiento
de las copas. En la bibliografía hidrológica se pueden
encontrar descriptos métodos para la cuantificación de
la lluvia y del escurrimiento (medidores comerciales de
lluvia como pluviómetros o pluviógrafos, colectores o
embudos de lluvia hechos a medida, canales, bandejas
amplias). Para mediciones continuas de precipitación
se utilizan artefactos tales como mecanismos de
cubetas basculantes (que transmiten sus datos a
registradores continuos (dataloggers)). La variabilidad
del escurrimiento debajo de las plantas es muy grande
debido al agrupamiento del follaje y a la canalización
hacia el centro de la planta o hacia las partes más
externas de la copa. Puede ser de utilidad tomar en
cuenta esos patrones muestreando a lo largo de los
radios de la planta. El muestreo representativo (áreas
(4)
(5)
iguales) de partes concéntricas de la corona se logra
siguiendo la regla rn=√n*r1, donde rn es la distancia
entre el colector n y el centro de la planta.
Puntas goteantes. Esta característica morfológica
influye sobre la humedad de la hoja y la intercepción
de agua acelerando el drenaje de las hojas mojadas. En
las hojas con puntas goteantes el agua es canalizada
hacia una larga y estrecha punta en la parte más baja
de una hoja colgante, que es incapaz de retener el agua
acumulada. De esta forma se reduce la duración de la
humedad de la hoja. Las medición del largo de las puntas
goteantes implica decidir en qué posición se encuentra
el inicio de esa punta goteante. Recomendamos que
para establecer ese inicio se dibuje una hoja con punta
reducida normalmente (ángulo agudo u obtuso) y se la
compare con la que posee la punta goteante.
Absorción de agua por las hojas. Una cierta fracción
del agua que es interceptada por las hojas puede ser
absorbida en su superficie. Típicamente, el agua en las
hojas mojadas constituye una película de unos 0.2 mm
de espesor?. Mientras la mayoría de esta agua se habrá
evaporado antes de poder ser absorbida, la absorción
de agua dentro de la hoja puede ser significativa aún
en ambientes no áridos. La absorción de agua por la
superficie de la hoja es particularmente eficiente en
plantas con tricomas especializadas, tales como algunas
bromelias. La tasa y cantidad de agua absorbida por
una hoja se puede determinar directamente mediante su
pesado.
Intercepción de niebla. La niebla consiste en pequeñas
gotas de agua que se depositan sobre la superficie de
las plantas a través del flujo de aire más que por la
gravedad (“precipitación horizontal”). Su intercepción
puede ser una ganancia neta porque la niebla no se
precipitaría normalmente en ausencia de vegetación
que la capture. La intercepción de niebla puede ser
particularmente importante para muchas epífitas o para
plantas de sustratos secos tales como rocas o desiertos
costeros. Los caracteres principales de las plantas que
afectan la tasa de intercepción de niebla son el área en
dirección al flujo del aire (por ej. el área en diagonal a
la copa de un árbol) y las dimensiones de los elementos
de la copa. Elementos estructurales estrechos con
estratos de contornos más delgados son relativamente
más eficientes en la captura de niebla. Los tricomas (ver
iii) y raíces aéreas, comunes para las epífitas, pueden
incrementar aún más la captura de la niebla.
Abundancia de epífitas sobre troncos. La abundancia
de epífitas sobre los troncos puede influenciar
considerablemente la intercepción de agua de lluvia
y niebla, y probablemente el flujo por los tallos,
incrementando la retención del agua en la planta
New handbook for measurement of plant traits hospedadora y modificando los flujos de agua. Cuando
la sobrecarga de epífitas sea importante, debe ser
reportada como, por ejemplo, covariable. La cobertura
de epífitas puede ser estimada como masa, como
porcentaje de cobertura o por conteo de individuos
(para epífitas grandes). Luego de esta determinación,
sus propiedades para la intercepción y retención pueden
ser cuantificadas como se describió arriba.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Skinner et al. (1989); Brewer et al. (1991); Puigdefábregas
and Pugnaire (1999); David et al. (2005); Martorell and
Ezcurra (2007).
Más sobre métodos: Aston (1979); Herwitz (1985);
Veneklaas et al.(1990); Meyer (1994); Domingo et al.
(1998); Brewer and Nuñez (2007); Burd (2007).
3 Caracteres de hoja
3.1 Área foliar especifica
El Área Foliar Específica (AFE o SLA por sus siglas en
inglés) es el área de una hoja fresca dividida por su peso
seco. Nótese que masa foliar por área (MFA o LMA por
sus siglas en inglés), masa foliar específica (MFE) y peso
foliar específico (PFE) son simplemente 1/AFE. El AFE es
comúnmente utilizado en análisis de crecimiento debido a
que generalmente se correlaciona de manera positiva con la
Tasa de Crecimiento Relativo (TCR o RGR por sus siglas
en inglés). El AFE tiende a relacionarse de manera positiva
con la tasa fotosintética bajo condiciones de saturación de
luz (ver Sección 3.10) y con el contenido foliar de nitrógeno
(N) (ver Sección 3.6), y negativamente con la longevidad de
hoja (ver Sección 3.8) e inversión en compuestos carbonados
secundarios de importancia cuantitativa, como son los
taninos o la lignina. Las especies de ambientes ricos en
nutrientes de modo permanente o temporario (por ejemplo,
los desiertos luego de un evento de lluvias) tienden a mostrar
en promedio valores de AFE mayores que aquellas especies
que crecen en ambientes pobres en recursos. Sin embargo,
puede haber una variabilidad considerable entre especies que
coexisten en un mismo ambiente.
El área foliar específica es una función del contenido
de materia seca foliar (CMSF o LDMC por sus siglas en
inglés) y del espesor de la hoja (ver Secciones 3.3 y 3.4,
respectivamente). Ambos componentes pueden contribuir al
AFE en diferentes grados, dependiendo del grupo de plantas
considerado y del hábitat en el que crecen. En bases de datos
con especies herbáceas de climas templados, el valores
bajos de AFE en las especies de crecimiento lento están
relacionado con valores altos de CMSF, más que con valores
altos de espesor de hoja. En bases de datos con dominancia
Australian Journal of Botany
27
de especies leñosas perennifolias, en cambio, el espesor de la
hoja puede tener el mismo grado de influencia que el CMSF
sobre el AFE. Por su parte, algunas especies (por ejemplo
del género Oxalis) que crecen normalmente en microhábitats
muy sombríos (y por lo tanto presumiblemente con limitación
de recursos) tienen valores altos de AFE al mismo tiempo
que poseen bajo espesor de hoja.
En zonas con severas limitaciones de nutrientes son
comunes las especies de plantas de crecimiento lento, con
hojas esclerófilas (con cutículas y paredes epidérmicas
gruesas, muy esclerificadas y con una alta relación entre
fibra cruda y proteínas). En ellas los valores bajos de AFE
están más asociados a valores altos de CMSF que a valores
altos de espesor de hoja. En contraste con esto, en las plantas
suculentas que son comunes en zonas secas tropicales o
subtropicales estacionales, un bajo AFE se asocia con un
bajo CMSF y un alto espesor de hoja. Como consecuencia
de estas variaciones, el AFE y sus componentes no siempre
están relacionadas de un modo simple entre sí y con
gradientes de productividad. Por lo tanto, recomendamos la
medición adicional de las dos variables relacionadas, CMSF
y espesor, cuando se mide AFE.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recomendamos elegir hojas relativamente jóvenes
(presumiblemente más activas fotosintéticamente), pero que
estén totalmente expandidas y endurecidas, provenientes de
individuos adultos (a menos que el estudio esté focalizado
específicamente en plántulas, hojas en desarrollo u hojas
senescentes). Siempre que sea posible, evitar hojas con
signos de ataque de herbívoros o patógenos, o con una
cobertura importante de líquenes, musgos, etc. El AFE es
fuertemente afectado por la intensidad de luz. Por lo tanto,
para muchas preguntas de investigación (por ejemplo en
la comparación general de individuos y especies) es mejor
muestrear hojas en la parte externa de la copa (también
llamadas hojas “asoleadas”) de plantas creciendo bajo las
mejores condiciones posibles.
Para especies que crecen típicamente en el sotobosque,
tomar hojas de las partes de la planta más expuestas a la luz
solar. Para especies umbrófilas (aquellas que nunca crecen
expuestas a luz solar directa), juntar muestras de las partes de
la planta más expuestas a la luz, pero evitando aquellas que
aparezcan dañadas, estresadas o descoloridas por exceso de
irradiación). El raquis (nervadura central similar a un tallo en
hojas compuestas) y todas las nervaduras son considerados
parte de la hoja para una medición estandarizada de AFE (no
obstante, puede encontrar una discusión sobre este tema, y
sobre si los pecíolos deben ser incluidos en la medición de
AFE, en Casos especiales o extras de la presente Sección).
Recomendamos juntar ramitas enteras con las hojas aún
unidas y no separarlas hasta justo antes de medirlas.
28
Australian Journal of Botany Almacenamiento y procesamiento
Las plantas en el campo pueden encontrarse en un grado
desconocido de deshidratación. Esta deshidratación puede
generar una contracción de las hojas y, por lo tanto, una
medición poco confiable del AFE (ver Casos especiales o
extras en la presente Sección). Este problema se presenta
con mayor importancia en hojas blandas de altos valores de
AFE, y es menos importante en hojas esclerófilas, de bajos
valores de AFE. Idealmente, las muestras (ramas con las
hojas unidas) deben ser cortadas y colocadas rápidamente en
frascos o tubos de ensayo, con el extremo cortado sumergido
en agua destilada. Si esto no fuese posible, entonces
envuelva las muestras en papel humedecido, y colóquelas
en bolsas plásticas selladas. En este caso, exhale en la bolsa
antes de cerrarla, para asegurar una concentración de dióxido
de carbono y humedad del aire que minimicen la pérdida de
agua por transpiración. Guarde la bolsa en la oscuridad. Los
tejidos de algunas especies xerófilas (por ej. Bromeliáceas,
Cactáceas, algunas especies con hojas muy pequeñas y
resinosas) se pudren muy rápidamente bajo condiciones
de humedad y calor, por lo que es mejor conservarlas
secas, en bolsas de papel. Ante la duda (por ej. en especies
medianamente suculentas) y si recolectar material en otra
oportunidad es difícil, recomendamos recolectar el material
de ambas maneras, y utilizar las hojas guardadas en bolsas
de papel si aquellas conservadas en bolsas plásticas se
descompusieron.
Guardar las muestras recolectadas en una conservadora
o heladera (nunca en un congelador) en la oscuridad, hasta el
momento de procesamiento en laboratorio. Si no se dispone
de conservadora y la temperatura es alta, es mejor guardar
las muestras en bolsas plásticas sin agregar humedad.
Medir tan pronto como sea posible luego de la recolección
y rehidratación, preferentemente dentro de las 24 hs. Si el
almacenamiento por más de 24 horas es inevitable, entonces
debe hacerse entre 2 y 6ºC para evitar la descomposición.
Para la mayoría de las plantas es preferible la
rehidratación. En el caso de hojas que hayan sido recolectadas
“en seco” (bolsas de papel) o para especies de hojas muy
blandas (que poseen valores de AFE mayores que 10–15m2
kg–1), la rehidratación es fundamental. Si la rehidratación
descripta arriba no fuera posible, entonces las muestras deben
colocarse en bolsas plásticas cerradas (con o sin agregar
papel húmedo en su interior) por 12 horas. Debe tenerse en
cuenta que este último procedimiento puede implicar, en
ciertas ocasiones, que algunas especies presenten valores de
AFE ~5% menores que aquellas sometidas a rehidratación
completa. Especies suculentas y xerófilas no deben
rehidratarse por más de 6 horas, con ninguno de los métodos.
Si ninguno de los procedimientos de rehidratación funciona,
se recomienda colectar las muestras de estas especies en la
mañana, luego de un evento de lluvia, o unas pocas horas
después de un riego abundante.
N. Pérez-Harguindeguy et al.
Mediciones
Cada hoja (incluyendo o excluyendo el pecíolo, ver casos
especiales y extras debajo en esta Sección) es separada del
tallo y cuidadosamente secada antes de la medición. El área
proyectada (como en una fotografía) puede ser medida con
medidores especializados de área, como los desarrollados
por Delta-T Devices (Cambridge, UK) o LI-COR Q3
(Lincoln, Nebraska, USA). Siempre calibre el medidor de
área usando piezas de tamaño conocido antes de medir las
hojas, y siempre corrobore (por ej., en el monitor) que la
hoja está en posición completamente plana y dentro del área
de escaneo. Si va a usar un medidor de AF portátil, asegúrese
de que el error de estimación no es demasiado alto para sus
objetivos, haciendo una prueba preliminar con áreas foliares
escaneadas en el laboratorio, usando un rango de diferentes
tamaños de hojas.
Las imágenes de las hojas también pueden ser obtenidas
(capturadas) en el campo o laboratorio y guardadas para ser
procesadas con posterioridad, por ej. con una cámara digital.
Para ello las hojas se acomodan cuidadosamente sobre una
superficie de vidrio. La inclusión de una escala o un objeto de
tamaño conocido en la imagen permiten calibrar el tamaño.
El mejor resultado se obtiene con una cámara montada en un
trípode, con dos lámpara alumbrando desde los laterales y
sin usar flash.
Una tercera opción es determinar el AF con un escáner
de escritorio (con la ventaja de que muchos escáneres
pueden alimentarse de energía de una laptop, a través de una
conexión USB). Recomendamos escanear en modo color
para obtener la mayor información de la imagen y poder
discriminar la hoja del fondo. Los escáneres a color también
permiten el análisis a posteriori de otras características de
interés. En todos los casos, asegurarse que las hojas no están
enrolladas ni superpuestas entre sí. Intente poner las hojas
tan planas como sea posible, en una posición que permita
captar el máximo de sus superficies, pero sin aplastarlas
para que el tejido no sea dañado. En algunos casos, cortar
las hojas en porciones menores facilita su aplanamiento. En
ambos casos, el AF puede ser analizada con un programa
de análisis digital de imágenes. Algunos programas gratuitos
son Leafarea (A. P. Askew, University of Sheffield, UK,
descargable en la sección “herramientas” desde el sitio web
de Nucleo DiverSus, ver Caja 1) para otros análisis más
complejos que incluyan otros órganos de las plantas, pueden
usarse los programas ImageJ (del US National Institute
of Health; http://www.nih.gov, accedido el 9 de agosto de
2016) y GIMP (GNU Project; http://www.gnu.org, accedido
el 9 de agosto de 2016).
Transforme la imagen al modelo de color HSV para
una mejor separación entre el fondo y la hoja. Más detalles
sobre el procesamiento de imágenes pueden encontrarse en
Prometheus Wiki (ver Caja 1). Luego de la medición del
área, poner la muestra en estufa (láminas y pecíolos juntos o
New handbook for measurement of plant traits por separado, dependiendo del objetivo, ver casos especiales
o extras en la presente Sección), idealmente a 70ºC por 72
horas, o a 80ºC por 48 horas (evitar temperaturas mayores);
luego determinar el peso seco. Tenga en cuenta que, una vez
sacadas del horno, las muestras absorberán algo de humedad
del aire. Póngalas en un desecador con sílica gel, o bien de
nuevo en el horno, hasta el momento de pesarlas. Cuando
se trata de hojas pequeñas, se puede mejorar la exactitud
de la medición pesando varias hojas juntas como si fueran
una sola y luego dividiendo el peso por el número de hojas.
Cuando se conviertan valores de AFE a MFA o viceversa,
siempre hágalo para cada réplica individual, más que para el
promedio de varias réplicas.
Casos especiales o Extras
(1) Pecíolos. Un punto importante es si los pecíolos deben o
no ser incluidos en las mediciones de AFE. La decisión
depende de los objetivos del estudio. Algunos autores
consideran que el pecíolo es una parte integral de la
hoja porque al momento de la abscisión éste cae junto
con la lámina y porque provee un soporte y un sistema
vascular sin el cual la hoja no podría sobrevivir. Por lo
tanto, incluyen al pecíolo en la medición de AFE. Otros
autores consideran que el pecíolo no debe ser incluido
en la medición de AFE, porque su principal función es
e posicionamiento espacial y soporte hidráulico de la
hoja, siendo por lo tanto equivalente al tallo mientras
que la principal función de la lámina es la intercepción
de luz y la fijación de C. El porcentaje del peso seco
representado por el pecíolo varía desde el 0% hasta casi
el 50%; por lo tanto la inclusión o no del mismo puede
modificar el valor de AFE drásticamente. Aunque la
inclusión o no del pecíolo puede muchas veces no ser
crucial en un estudio en particular, puede representar
una fuente de error sistemático e importante cuando
se comparan resultados de diferentes estudios, o aun
en comparaciones de especies de un sitio con muy
diferentes estructuras foliares. Por lo tanto, lo mejor
(aunque requiere más tiempo) es medir láminas y
pecíolos por separado, de manera que el AFE puede ser
calculada de ambas maneras con una misma muestra,
facilitando la comparabilidad con otros estudios. Si
se usan imágenes digitales, sugerimos escanear o
fotografiar los pecíolos y el resto de la hoja en la misma
imagen, pero en sectores diferentes, de manera tal que
puedan ser tratados en conjunto o por separado; luego
pesar los pecíolos por separado del resto de las hojas de
la misma réplica. Tome la decisión que mejor se ajuste
a sus objetivos, pero posteriormente explicite en su
publicación y en sus planillas de datos si los pecíolos
fueron incluidos o no en los cálculos.
(2) Hojas compuestas. Algunas veces las hojas poseen un
AFE menor debido a sus raquis gruesos. La decisión de
Australian Journal of Botany
29
incluir o no a los raquis y los pasos prácticos en cada
caso son similares que para los pecíolos (ver punto
1, arriba). Como opción por defecto, recomendamos
considerar al raquis como parte de la hoja para el cálculo
de AFE, indicando esto claramente en la publicación
del estudio. Tenga presente que en algunas especies, el
raquis puede ser más de 10 veces más pesado que la
suma de los folíolos. Otra decisión a tomar en el caso
de hojas compuestas es si se considera el valor de un
folíolo independiente y representativo o si se toman
todos los folíolos de manera conjunta. Como en el
caso del raquis y del pecíolo, la decisión depende de os
objetivos y, nuevamente, se recomienda especificar cuál
fue el criterio, al momento de publicar los resultados.
Cada vez que sea posible, registre el área de folíolos
individuales y también el área total de la hoja.
(3) Contracción del AF. Las hojas disminuyen su tamaño
cuando se deshidratan. La contracción se define como
un porcentaje, calculado como 100 x (1 - área seca/
área saturada). La contracción en promedio es del 20%,
pero puede alcanzar el 80%, dependiendo de la especie.
La máxima contracción de área refleja diferencias
estructurales y se correlaciona con otros caracteres de
hoja incluyendo conductancia cuticular, parámetros de
presión-volumen como el módulo de elasticidad y punto
de pérdida de turgencia, contenido de materia seca
foliar (CMSF) y espesor de hoja, así como forma de
crecimiento y el grado de caducidad. La contracción del
AF es tanto un potencial problema (que genera desvíos
en mediciones de área foliar en herbarios y fósiles) como
un carácter fácilmente medible que refleja múltiples
propiedades hidráulicas y estructurales de las hojas.
Para medir este carácter, recoja y mida hojas siguiendo
el mismo protocolo que para AF y CMSF. Mida el AF
proyectada fresca. Corte la hoja en porciones menores
en caso de que la misma no sea plana. Este paso es muy
importante porque algunas hojas presentan muy poca
contracción, por lo que garantizar la medición precisa
del área en fresco es crucial. Luego seque la muestra
en estufa, aplastada de forma plana en sobres o en una
prensa. Mida el área de la hoja seca, procurando que
esté en la misma posición que se usó para el área en
fresco. Esto será muy difícil o imposible para algunas
hojas aciculares; en hojas muy gruesas será necesario
cortar previamente varias porciones planas. Luego
de esto, calcular la contracción con la fórmula dada
anteriormente.
(4) Área foliar total vs. Área foliar proyectada. En hojas
“estándar”, el AF se mide como el AF proyectada de
una cara de la hoja. No obstante, en hojas que no son
planas, el AF proyectada es menor que el AF total. El AF
proyectada está relacionada con la intercepción de luz,
mientras que el AF total se relaciona con la cantidad de
30
(5)
(6)
(7)
(8)
Australian Journal of Botany tejido fotosintéticamente activo. Existen, sin embargo,
casos como el enrollamiento de lámina en los pastos,
donde tanto la intercepción de luz como el intercambio
gaseoso se reducen. Claramente la medición a realizar
depende de las preguntas, aunque el conocimiento de
ambas permite una visión más abarcativa.
Hojas aciculares. Las hojas aciculares son un caso
específico donde el AF total y el AF proyectada
no coinciden. El AF proyectada puede ser medida
siguiendo los pasos normales; no obstante, debido a
que estas hojas son generalmente finas, debe tenerse
especial precaución en que el instrumental utilizado
tenga suficiente definición. Para una medición gruesa,
se puede medir la longitud de la hoja y su ancho con un
calibre, y luego multiplicar 2 x largo x ancho.
Hojas diminutas. Las hojas verdaderas de algunas
especies (por ej. Callitris sp.) tienen escamas finas
ensambladas apretadamente en estructuras semejantes a
ramitas. En estos casos, debe considerarse a las mismas
como análogas a una hoja, ya que están agrupadas como
una unidad.
Hojas de gramíneas y plantas similares. Usualmente
sólo se considera la lámina, excluyendo la vaina. Sin
embargo, así como para el caso de los pecíolos, (ver
punto 1), la decisión sobre qué medir depende de los
objetivos. Muchas especies tienen hojas que tienden a
enrollarse o rotar. En esos casos, es más fácil trabajar
cortando pedazos de la hoja, en fragmentos de 5-10 cm.
Plantas suculentas y áfilas. Para plantas cuyos órganos
fotosintéticos no son hojas verdaderas, recomendamos
tomar la porción de la planta que sea su análogo
funcional. Para especies con espinas fotosintéticas o
tallos no suculentos (por ej. Ulex, Senna aphylla), esto
puede significar tomar los últimos 2 cm de una rama
joven. Para Cactáceas y otras suculentas, recomendamos
tomar toda una hoja o su equivalente (por ej. un cladodio
joven en Opuntia) siempre que sea posible. A veces esto
trae algunos problemas prácticos, por ejemplo con hojas
completas de Agave o costillas de Cactáceas columnares,
dado que son difíciles de colectar y de procesar por su
gran tamaño. En estos casos, es conveniente tomar
muestras (de tamaño conocido) de hojas maduras (por
ej. En Agave) o “costillas” (en cactus) que incluyan
epidermis y mesófilo en ambas caras, más el parénquima
interno. Aunque este parénquima no siempre contiene
clorofila, y algunos autores sugieren que por lo tanto
no debe ser considerado en cálculos de AFE, posee un
rol fundamental en el metabolismo CAM de las plantas
suculentas, por lo que también tiene sentido incluirlo
(ver Sección 3.1). Los tallos jóvenes de algunas
graminoides de otras familias (Eleocharis, Juncus), las
“ramitas” laterales de las colas de caballo (Equisetum),
y otros similares también deben ser considerados como
N. Pérez-Harguindeguy et al.
hojas. Debido a que muchas de estas especies ocurren
en un amplio rango de ambientes, es bueno explicitar el
método utilizado en cada caso.
(9) Helechos. Pare los helechos, sólo colecte los frondes
(las “hojas”) sin los soros productores de esporas, los
cuales normalmente se observan como estructuras
verdes o marrones, con formas variadas, en el envés o
en los márgenes del fronde.
(10)Hojas de árboles altos. Utilizar, preferentemente, las
hojas expuestas al sol en la parte más alta de la copa.
Si éstas no pueden ser alcanzadas, algunas personas
utilizan hondas, armas de fuego o los servicios de
escaladores profesionales. En árboles no tan altos una
alternativa es considerar las hojas externas expuestas
a la luz de la mitad de la copa (las hojas internas son
normalmente más viejas) las cuales pueden alcanzarse
con tijeras o podadoras montadas en varas extensibles.
(11) Hojas muy grandes. Una vez colocadas en bolsas
plásticas, las hojas grandes pueden ser colocadas en
carpetas de tapas duras para evitar que se doblen y
arruguen. Si las hojas son más grandes que el escáner,
cortar las hojas en partes más pequeñas y medir la
sumatoria de las áreas de estos fragmentos. Las hojas
con nervaduras y venas muy grandes pueden producir
una sombra que sobreestime el AF. En este caso, debe
cortarse la nervadura hasta la altura de la superficie de
la lámina y escanear la hoja sin esta porción, la cual
debe luego incluirse nuevamente en el sobre que va a
estufa para la medición del peso seco. En el caso de
un raquis grueso, retire el raquis y medir su diámetro y
la longitud hasta la mitad, y calcular el área del raquis
como el producto de los dos. Luego escanee las hojas
sin raquis, pero incluyendo el raquis en el peso seco.
Si decide utilizar submuestras y no la hoja entera,
asegúrese que sean representativas de la variación de
AFE en toda la hoja.
(12)Plantas con heteromorfismo foliar. En caso de especies
con 2 o más tipos de hojas, con diferentes anatomías y
formas, por ejemplo en especies con hojas en roseta y
en las varas de floración, juntar hojas de ambos tipos, en
proporciones representativas a su presencia en la planta,
para obtener un valor representativo de AFE.
(13) Opciones simples (“low tech”) para medir AF y AFE
en el campo. Existen situaciones en las que no es
posible llevar hojas frescas del campo al laboratorio
para el escaneo, o los escáneres portátiles no pueden
ser llevados o alimentados con electricidad en el
campo. Una solución a este problema es la utilización
de cámaras digitales para la obtención de imágenes
del área de la hoja (ver Medición, más arriba). Otra
opción práctica es obtener fragmentos de hojas de área
conocida, por ejemplo por medio de una perforadora
o sacabocado, evitando venas gruesas y poniendo los
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits fragmentos en un sobre para que su posterior secado
(tomar varias muestras por réplica, debido a que tienden
a pesar muy poco). Este es un método rápido y barato
para comparar láminas. Sin embargo, sobrestima el
AFE en comparación con mediciones que toman toda la
hoja, particularmente en hojas grandes de nervaduras y
pecíolos gruesos. Por lo tanto, valores de AFE obtenidos
con este método no pueden ser comparados con otros
obtenidos a partir de hojas completas, a menos que
exista una buena calibración. Otra opción es obtener
el área en plástico o papel (copiando el contorno de la
hoja) y posteriormente medir el área de estos “moldes”,
en el laboratorio. Este método es bueno para hojas
medianas o grandes, hojas enteras y hojas que no son
muy angostas (por ej. no podría aplicarse a pastos
xerófilos).
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Reich et al. (1992, 1999); Garnier and Laurent (1994);
Poorter and Garnier (1999); Wilson et al. (1999); CastroDíez et al. (2000); Niinemets (2001); Westoby et al. (2002);
Díaz et al. (2004); Paula and Pausas (2006); Wright et al.
(2007); Poorter et al. (2009); Hodgson et al. (2011); Blonder
et al. (2012); Juneau and Tarasoff (2012).
Más sobre métodos: Chen and Black (1992); Garnier
et al. (2001a, 2001b); Vendramini et al. (2002); Vile et al.
(2005); Niinemets et al (2007).
3.2. Área foliar
El área de una hoja, también llamada Área Foliar (AF),
es la métrica más común para analizar tamaño de hoja, y
se define como el área proyectada de una cara de la hoja
individual, expresada en mm2 (ver sección 3.1). La variación
interespecífica en AF se ha relacionado con variaciones
climáticas, geológicas, latitudinales y longitudinales, donde el
estrés por temperatura, sequías, nutrientes y altas radiaciones
tiende a seleccionar hojas relativamente pequeñas. Dentro de
una zona climática, la variación en AF también puede estar
relacionada con factores alométricos (tamaño de la planta,
de las ramas, anatomía y arquitectura, número de hojas,
número de yemas laterales) y con estrategias ecológicas
ante diferentes niveles de estrés por nutrientes y disturbios.
Los factores filogenéticos también pueden jugar un rol
importante.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Para el protocolo de recolección de hojas, seguir lo
establecido en el punto 3.1. El AF es bastante variable entre
plantas, y por lo tanto se recomienda recolectar un número
alto de réplicas (cercano al límite superior de muestras
recomendado en el apéndice 1). Para el almacenamiento de
las hojas, ver sección 3.1.
31
Mediciones
En especies con hojas simples, medir la lámina
individualmente. Para aquellas con hojas compuestas, se
puede medir el AF de la hoja completa o sólo de todos los
folíolos, dependiendo de los objetivos. Desde el punto de
vista del balance térmico, es importante el área de folíolos,
ya que es equivalente a las hojas simples. Para analizar
captura total de luz, entonces debe medirse la hoja completa.
Idealmente, en especies con hojas compuestas, obtener
valores de AF sólo para los folíolos y para la hoja completa.,
dado que esto permitirá un análisis más profundo de los
datos, y una mejor comparabilidad con otras bases de datos.
Mida la lámina con o sin pecíolos y raquis, de acuerdo con
los objetivos del estudio (ver punto 3.1), indicando esto en
su publicación de resultados. Nótese que este AF puede ser
diferente del área utilizada para calcular AFE.
Casos especiales o extras
(1) Plantas áfilas. Debido a que la falta de hojas es un
carácter funcional importante, se recomienda registrar
un valor de cero (en lugar de ausencia de valor) para
las especies áfilas. Sin embargo, tenga presente que
estos ceros deberán ser excluidos de ciertos análisis.
Alternativamente, se recomienda tomar muestras y
medir órganos análogos a las hojas (ver sección 3.1).
(2) Plantas heterófilas. Ver sección 3.1
(3) Helechos. Ver sección 3.1.
(4) Ancho de hoja. Este rasgo se mide como el diámetro
máximo de un círculo imaginario que pueda ubicarse
dentro de la hoja, y es un carácter extra de interés,
relacionado con el tamaño de hoja. Las hojas angostas,
o las hojas divididas con lóbulos angostos, tienden a
tener una capa límite menor y una pérdida de calor
más efectiva que las hojas anchas de igual área. Esto
es considerado como un rasgo adaptativo en ambientes
cálidos y con alta exposición a la radiación solar. Existe
evidencia emergente de que el ancho de hoja contribuye
más positivamente a la expresión de dominancia de la
copa que el área total de la hoja.
(5) Número de hojas por nudo. En algunos casos interesa
calcular la biomasa o área total de material fotosintético
por nudo, por lo tanto en estos casos se pesa o se mide
el área foliar de todas las hojas de un nudo, o bien, si las
hojas son uniformes, se calcula el peso seco o el área de
una hoja representativa y se multiplica por el número de
hojas por nudo.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Raunkiaer (1934); Parkhurst and Loucks (1972); Givnish
(1987); Cornelissen (1999); Ackerly et al. (2002); Westoby
et al. (2002); Milla and Reich (2007); Niinemets et al.
32
Australian Journal of Botany (2007); Niklas et al. (2007); Poorter and Rozendaal (2008);
Royer et al. (2008).
Más sobre métodos: ver referencias en Más sobre
métodos de la sección 3.1.
3.3 Contenido de materia seca foliar
El contenido de materia seca foliar (CMSF; o LDMC por sus
siglas en inglés) es el peso seco foliar (mg) obtenido luego de
secar en estufa el material, dividido por el peso fresco foliar
saturado de agua (g). El contenido de materia seca foliar
se expresa típicamente en mg g-1. Usando estas unidades,
el contenido de agua foliar (CAF; o LWC por sus siglas en
inglés) es simplemente 1000-CMFS. El contenido de materia
seca foliar está relacionado con la densidad promedio de
los tejidos de la hoja (peso fresco por volumen fresco). En
hojas laminares, la relación depende también del área foliar
específica (AFE) a través de una relación que involucra
el espesor foliar (EF; o Lth en inglés) y la densidad foliar
promedio (ρF), de la siguiente manera:
CMSF = 1/( ρF x AFE x EF)
Asumiendo que el valor del peso fresco por volumen
de las hojas es cercano 1 g cm-3, la ecuación se simplifica
a CMSF ≈ 1/(AFE x EF). Por lo tanto, CMSF tiende a estar
inversamente relacionado al AFE y al EF. Se ha demostrado
que el CMSF está negativamente correlacionado con la tasa
de crecimiento relativo potencial y positivamente con la
longevidad de la hoja. Sin embargo, estas relaciones suelen
ser más débiles que aquellas en las cuales está involucrada
el AFE. La hojarasca proveniente de hojas con alto CMSF
tiende a descomponerse más lentamente que aquella
proveniente de hojas con bajo CMSF. Hojas con alto CMSF
tienden a ser relativamente duras (ver Sección 3.7), y por lo
tanto se asume que son más resistentes a los daños físicos
(por ej. herbivoría, viento, granizo) que aquellas hojas que
tienen bajo CMSF. Algunos aspectos de las relaciones entre
el contenido de agua en las hojas y la inflamabilidad de las
mismas (ver Sección 2.12) también dependen del CMSF.
Generalmente, pero no siempre, especies con bajo CMSF
tienden a estar asociadas con ambientes productivos y, a
menudo, altamente disturbados. En los casos en los cuales el
AFE es difícil de medir (ver Sección 3.1), el CMSF puede ser
un indicador útil y significativo de la misma. Debe tenerse
en cuenta, sin embargo, que estos dos caracteres no reflejan
las mismas funciones (esto es particularmente evidente en
algunos grupos; por ej. las especies suculentas tienen baja
tasa de crecimiento, baja AFE y bajo CMSF; ver Sección
3.1).
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recomendamos seguir exactamente los procedimientos
descriptos en la Sección 3.1. Si es posible, es conveniente
N. Pérez-Harguindeguy et al.
realizar las mediciones de CMSF sobre las mismas hojas
que luego se utilizarán para medir el AFE. Debe tenerse en
cuenta que, como en el caso del AFE, el CMSF puede variar
sustancialmente durante el día.
Procesamiento y almacenamiento
Recomendamos proceder del mismo modo que para el
AFE, excepto que se debe evitar cualquier almacenamiento
en seco (sin embargo, ver el caso particular de especies
xerofíticas en la Sección 3.1). Es necesario realizar una
rehidratación completa antes de las mediciones.
Mediciones
Luego de la rehidratación, las hojas deben ser separadas
del tallo y suavemente secadas con papel absorbente para
remover las gotas de agua que puedan quedar en la superficie.
Sobre estas hojas se realiza la determinación del peso fresco
saturado de agua. Luego las hojas son secadas en una estufa
(ver Sección 3.1), y posteriormente debe determinase su
peso seco.
Casos especiales o extras
La mayoría de los comentarios realizados para área foliar
específica en la sección 3.1 también se aplican al contenido
de materia seca foliar.
Referencias sobre la teoría, significancia y bases de
datos: Eliáš (1985); Witkowski and Lamont (1991); Garnier
and Laurent (1994); Hodgson et al. (1999, 2011); Wilson et
al. (1999); Garnier et al. (2001a); Niinemets (2001); Vile et
al. (2005); Kazakou et al. (2009); Poorter et al. (2009).
Más bibliografía sobre métodos: Wilson et al. (1999);
Garnier et al. (2001b); Vendramini et al. (2002); Vaieretti et
al. (2007); Ryser et al. (2008).
3.4 Espesor foliar
El espesor foliar (EF; o Lth por sus siglas en inglés); medido
en µm o mm) es uno de los componentes del área foliar
específica (AFE; o SLA por sus siglas en inglés SLA; ver
Sección 3.1 y 3.3), ya que el AFE ≈ 1/(densidad del tejido x
EF) (donde la densidad = peso seco/volumen ≈ CMSF; ver
Sección 3.3).
El espesor foliar es un rasgo determinante de la
resistencia física de las hojas (ver Sección 3.7). Por ejemplo,
el esfuerzo para romper una hoja es (por definición) el
producto del espesor por la dureza del tejido foliar. La Teoría
de la Optimización, es decir, el balance entre los beneficios
fotosintéticos contra los costos de C por respiración y
transpiración, predice que el espesor foliar debería ser más
alto en especies que crecen en ambientes más soleados,
New handbook for measurement of plant traits más secos y menos fértiles, como así también en hojas más
longevas. Estos patrones se han observado frecuentemente,
al menos en estudios interespecíficos. Dentro de un mismo
individuo, se ha observado que las hojas ubicadas en la parte
externa de la copa (expuestas a mayor radiación solar) son
más gruesas que aquellas ubicadas en el centro de la copa
(expuestas a menor radiación). Tanto dentro como entre
especies, el parámetro anatómico que explica mejor la
variación en el espesor foliar es el número y el espesor de
capas de tejido del mesófilo. Como consecuencia de esto, el
espesor foliar es un determinante fundamental del contenido
de N foliar por unidad de superficie de hoja. A pesar de que
un alto valor de espesor foliar debería estar relacionado a una
mayor tasa fotosintética por unidad de área foliar (a través de
una relación N:área foliar más alta), esta relación a menudo
es débil en estudios interespecíficos por diversas razones.
En primer lugar, debido al efecto de la covarianza del área
foliar específica y el contenido de N foliar, hojas más gruesas
generalmente tienen menor contenido de N foliar y una vida
más larga (lo cual está asociado con menor tasas fotosintética
por unidad de masa foliar). En segundo lugar, especies con
hojas más gruesas pueden tener una menor difusión de CO2
(menor conductancia del mesófilo). Las vías de difusión
más lentas pueden producirse por un mayor auto-sombreado
de los cloroplastos, o por una mayor reflectancia óptica
combinada a una menor transmitancia interna. Las hojas
gruesas también son características de las plantas suculentas.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recomendamos seguir exactamente los procedimientos
descriptos en la Sección 3.1. En muchos casos, se utilizarán
las mismas hojas para medir el área foliar específica, el
contenido de materia seca foliar y el espesor foliar (y ver
quizás Sección 3.7). En el Apéndice 1 se pueden encontrar
recomendaciones relacionadas al tamaño muestral más
adecuado.
Procesamiento y almacenamiento
Recomendamos proceder del mismo modo que para el
área foliar específica (Sección 3.1). El espesor foliar está
fuertemente afectado por el contenido de agua foliar, por lo
tanto, es necesario realizar alguna forma de rehidratación
previo a las mediciones (ver Sección 3.1). Cualquier
pérdida de turgencia producirá resultados subestimados,
particularmente en el caso de utilizar micrómetro digital.
Mediciones
El espesor foliar tiende a variar a través de la superficie
de la hoja, siendo generalmente mayor en la nervadura
o vena principal, en los márgenes y en la base de la hoja.
Australian Journal of Botany
33
Dependiendo de la pregunta de investigación, el interés
puede estar en el espesor foliar promedio a lo largo de la
hoja o el espesor foliar en ciertos puntos o tejidos específicos
de la misma. Por lo general, para abordar comparaciones
interespecíficas es aceptable tomar una medida por hoja,
en una posición lo más estándar posible dentro de la
lámina de la hoja (es decir, una posición intermedia entre
el borde y la nervadura central, y entre el ápice y la base
de la hoja, evitando nervaduras secundarias importantes).
Si es necesaria una mayor precisión resulta más apropiado
el promedio de varias mediciones de espesor en distintos
puntos de la lámina. Otra forma de estimar el espesor foliar
promedio sobre la superficie total de la hoja es calcular el
volumen foliar y dividirlo por el área foliar. Sin embargo,
el volumen de la hoja puede resultar bastante laborioso
de calcular con precisión, por ejemplo si se utiliza un
picnómetro. Una aproximación relativamente rápida al
espesor promedio de la hoja entera se puede obtener también
dividiendo el peso fresco foliar por el área foliar (lo cual
es similar a calcular 1/AFE x CMSF); es decir, asumiendo
que el peso fresco y el volumen foliar están estrechamente
relacionados. Este enfoque no tiene en cuenta la mayor
densidad del material foliar seco, o la menor densidad foliar
debida a espacios intercelulares; sin embargo, es aceptable
para obtener una aproximación del espesor foliar promedio.
Si en cambio se quiere distinguir entre el espesor de la
nervadura central, los bordes y las regiones intercostales de
la hoja, o para comparar réplicas en un determinado punto de
la hoja (por ej. en el punto medio entre el ápice y la base de
la hoja, como frecuentemente suele hacerse) son necesarios
otros enfoques. Para cuantificar estos valores específicos del
espesor foliar en distintos puntos, un método consiste en
medirlo sobre secciones transversales de la hoja cortada a
mano o utilizar análisis de imágenes (ver Sección 3.1 para el
software gratuito). Para calcular el espesor foliar promedio
a través de la sección de la hoja, se divide el área total de
la sección transversal por el ancho de dicha sección. Este
método permite obtener valores de espesor foliar bastante
exactos. Sin embargo, los tejidos blandos se pueden
romper cuando se cortan transversalmente, y el tiempo de
medición suele ser relativamente lento (por ej. 15 min. por
medición). Probablemente el método más rápido para medir
el espesor foliar es utilizar un micrómetro digital (o incluso
un transductor de desplazamiento variable lineal, LVDT por
sus siglas en inglés). Estos instrumentos permiten realizar
múltiples mediciones rápidamente y su promedio da un valor
del espesor foliar para un punto específico de la hoja (tal
como la nervadura central o la lámina entre las principales
nervaduras) o región de interés (por ej. en la región central
de la hoja). Si es necesario, recomendamos reemplazar los
puntos de contacto del micrómetro con contactos de 2–3mm
de diámetro, es decir, lo suficientemente estrecho para caber
entre las nervaduras principales, pero lo suficientemente
34
Australian Journal of Botany ancho para no marcar la superficie de la hoja al realizar las
mediciones. Sin embargo, en especies con hojas muy blandas
tal como Arabidopsis, el daño de la superficie de la hoja es
muy difícil de evitar.
Casos especiales o extras
(1) Acículas. Para el caso de las acículas, que son circulares
en sección transversal, el espesor foliar promedio
puede ser rápidamente estimado como diámetro x π/4
(equivalente a área de sección transversal dividido por
el ancho de sección transversal). Sin embargo, debido
a que las acículas se estrechan hacia las puntas, se
recomienda realizar varias mediciones a lo largo de las
mismas.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: Clements (1905); Givnish (1979); Parkhurst (1994);
Enríquez et al. (1996); Knapp and Carter (1998); Smith et
al. (1998); Wilson et al. (1999); Green and Kruger (2001);
Niinemets (2001); Díaz et al. (2004).
Más bibliografía sobre métodos: Witkowski and Lamont
(1991); Garnier and Laurent (1994); Shipley (1995); Wright
and Westoby (2002); Vile et al. (2005); Poorter et al. (2009);
Hodgson et al. (2011).
3.5 pH de hojas verdes o de la hojarasca
El pH del tejido foliar verde y de las hojas senescentes
(hojarasca), medidos en material molido, haciendo una
extracción con agua destilada, varía sustancialmente
entre especies. Esta variación es, al menos parcialmente,
intrínseca (presumiblemente genética) ya que este pH puede
diferir mucho entre especies creciendo en el mismo suelo (y
también durante el día en plantas CAM, ver más adelante
en Casos especiales o extras). El valor de pH foliar de las
especies es consistente aún ante variaciones en la química del
suelo en el que crecen (incluyendo el pH). El pH del tejido
foliar integra los efectos de varios compuestos químicos y
diferentes procesos que ocurren en las hojas, y que afectan su
capacidad de intercambio de iones de H. Sin embargo, algunas
sustancias son determinantes particularmente fuertes del pH
del tejido foliar. Altas concentraciones de cationes metálicos
(calcio, magnesio, potasio) darán pH altos, mientras que
altas concentraciones de ácidos orgánicos y metabolitos
secundarios ricos en carbono (compuestos químicos de
defensa) tales como taninos, tenderán a dar un pH más bajo.
Esto último suele explicar por qué el pH del tejido foliar
suele estar correlacionado (negativamente) con importantes
caracteres biogeoquímicos tales como concentración de
carbono o la relación C/N y (positivamente) con AFE (3.1).
El pH del tejido verde se correlaciona positivamente con
la digestibilidad, haciéndolo un importante predictor de
N. Pérez-Harguindeguy et al.
palatabilidad para herbívoros, ya que éstos pueden realmente
“sentir el sabor” ácido.
Las diferencias en el pH del tejido foliar entre especies
tienden a persistir durante la senescencia, por lo que también
vale la pena medir el pH de la hojarasca. El pH de la hojarasca
puede ser un estimador razonable de la descomponibilidad
de la broza, porque el pH del sustrato puede ser importante
para los descomponedores. Cambios en la composición
de especies que difieren en el pH de su hojarasca, pueden
conducir a un cambio en el pH de la broza depositada sobre el
suelo y, consecuentemente, en el pH del horizonte orgánico
del suelo. Por ejemplo, plantando pinos en suelos con pH
altos, dominados por bacterias puede, vía la hojarasca,
conducir a un suelo orgánico más ácido luego de algunas
décadas, y una comunidad de descomponedores dominada
por hongos. Según la pregunta a responder, se decidirá si se
miden hojas verdes, senescentes o ambas. Ante la duda, o
cuando el objetivo principal no es medir la descomposición
se deben usar las hojas verdes.
Consideraciones fisiológicas
Las células de cualquier tejido vegetal constan de tres
o más compartimientos delimitados por membranas que
pueden, y usualmente tienen, diferentes valores internos
de pH. Por lo tanto, el pH del material usado para el
método descripto en este protocolo (extraído con agua de
material homogeneizado o molido) no debe ser confundido
como el pH real de la hoja. El pH real de una hoja es, en
realidad, la media ponderada de los valores de pH de los
distintos compartimentos de esa hoja. Esos valores pueden
ser modificados por las reacciones que ocurren entre los
componentes químicos de los diferentes compartimentos,
incluyendo vacuolas, cuando todo está mezclado. Si las
hojas son secadas en la estufa antes de ser molidas, se
producirá una pérdida de compartimentalización mucho
antes de que el tejido se muela y ocurrirán reacciones que
pueden modificar el pH. Pese a estas consideraciones el pH
medido con el protocolo aquí descripto ha demostrado ser
representativo del pH de las hojas verdes. Por su parte, como
en la hojarasca los procesos metabólicos ya se han detenido,
a diferencia de lo que puede ocurrir con las hojas vivas, los
valores de pH de la hojarasca debería ser un reflejo fidedigno
de las características de la broza al momento del muestreo.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Para hojas verdes, ver en 3.1. el procedimientos de
recolección y almacenamiento previos al procesamiento. Si
las hojas son pequeñas, asegurarse de recolectar suficiente
cantidad de hojas para obtener material suficiente para el
análisis. La rehidratación inicial de las hojas no es necesaria.
New handbook for measurement of plant traits Procesamiento y almacenamiento
Como opción por defecto, todos los pecíolos o raquis
deberían ser removidos antes del análisis de pH (pero ver
Casos especiales o extras en 3.1). Las hojas verdes frescas
pueden ser simplemente molidas o picadas como se indica
más adelante. También pueden ser utilizadas las hojas
recolectadas para análisis de AFE, después de ser secadas en
la estufa para obtener su biomasa (ver 3.1). Los valores de
pH obtenidos de hojas secadas en estufa son en gran medida
comparables a los obtenidos de las hojas frescas. Las hojas
secadas al aire o la hojarasca secada de esta misma manera
pueden ser molidas como se indica para análisis de N foliar
(ver 3.6) y luego ser almacenadas hasta su análisis.
Mediciones
Agregar agua destilada o desmineralizada a la muestra
de hoja molida hasta obtener una relación de volumen 8:1
de agua a hojas. Agitar la muestra en un agitador rotatorio
por 1 hora, luego centrifugar hasta que haya una clara
separación de los sedimentos y el sobrenadante. El pH del
sobrenadante puede ser medido utilizando cualquiera de
los medidores de pH existentes, siempre que la calibración
sea adecuada (utilizando soluciones buffer de pH 4 y 7).
Si hay poco volumen de muestra recomendamos adicionar
1.2 ml de agua a 0.15 ml de muestra de hoja molida en un
tubo Eppendorf de 2.5 ml luego seguir los procedimientos
mencionados más arriba. Dentro de los tubos Eppendorf se
puede ajustar perfectamente un electrodo SenTix 41 delgado
conectado a un medidor de ph Inolab nivel 2 (ambos WTW,
Weilheim, Alemania).
Casos especiales o extras
(1) Mediciones adicionales en hojas frescas. Aunque las
mediciones en hojas secas, molidas suelen coincidir
bastante con aquéllas hechas en hojas frescas, para
varios propósitos específicos puede ser de interés es
recomendable medir el Ph también en hojas frescas
(donde los contenidos de las células han permanecido
intactas hasta poco antes de las mediciones). Esto puede
ser útil para seguir los cambios diurnos en pH de la
hoja que puedan ser indicadores de CAM (ver 3.12).
Cuando medimos el pH de las hojas, y comparamos
plantas CAM con otras plantas, es mejor recolectar las
hojas de las plantas CAM a la tarde, por ej. después
de la acumulación de ácidos que se produce en estas
plantas durante la noche. El molido de las hojas frescas
no siempre funciona bien porque los sólidos pueden
adherirse a las superficies o a las bolas del molino,
haciendo la limpieza entre muestras muy laboriosa. En
lugar de esto recomendamos el picado de las muestras de
Australian Journal of Botany
35
hojas en fragmentos de alrededor de 1mm de diámetro
con una hoja de afeitar o una picadora automática de
la que se obtengan fragmentos comparables. Este
procedimiento debería ser hecho inmediatamente antes
del agitado y centrifugado.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: Zinke (1962); Marschner (2012); Finzi et al.(1998);
Cornelissen et al. (2006); Freschet et al. (2010); Cornelissen
et al. (2011).
Más bibliografía sobre métodos: Cornelissen et
al.(2006); Cornelissen et al.(2011).
3.6 Concentración de nitrógeno foliar y concentración
de fósforo foliar
La concentración de nitrógeno foliar (CNF) y la
concentración de fósforo foliar (CFF) son las cantidades
totales de N y P, respectivamente, por unidad de masa foliar
seca, expresadas en mg g-1 (o a veces como % de masa foliar
seca). Los rankings interespecíficos para CNF y CFF están a
menudo correlacionados. Entre especies, el CNF suele estar
fuertemente correlacionado con máxima tasa fotosintética
(por unidad de masa) y con el AFE. Un CNF o CFF alto están
generalmente asociados con alta calidad nutricional para los
consumidores en las cadenas alimentarias. Sin embargo, debe
tenerse en cuenta que los CNF y CFF de una especie dada
suele variar significativamente con la disponibilidad de N y P
en el ambiente. La relación CNF/CFF (proporción N a P) es
a menudo utilizada como una herramienta para estimar si la
disponibilidad de N o P es más limitante para el crecimiento
de la planta. Las especies que son activamente fijadoras de
nitrógeno, como por ejemplo muchas leguminosas, tienden
a tener una proporción CNF/CFF más alta que otras plantas
creciendo en el mismo sitio.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Ver 3.10 para los procedimientos de colección de
hojas. Para estas mediciones la rehidratación inicial no es
necesaria. Los pecíolos o raquis son a menudo cortados antes
de los análisis de CNF y CFF, pero pueden ser incluidos
dependiendo de los objetivos del estudio (ver en 3.1 para la
discusión sobre cuándo considerar pecíolos y raquis). Secar
en estufa a 60 a 70oC por 72hs. Las hojas utilizadas para
análisis de AF o AFE pueden ser usadas para medir CNF y
CFF, siempre que la temperatura de secado no haya superado
los 70°C. Para las repeticiones, ver 3.1. pero asegurarse de
colectar material suficiente para las réplicas, de acuerdo al
método analítico y el equipamiento a utilizar (alrededor de
2g de materia seca por réplica para N y 5g para P en el caso
de digestión ácida, 0.2 g para N en el caso de técnicas de
combustión, ver más adelante en esta misma sección).
36
Australian Journal of Botany Mediciones
Existen diversas técnicas disponibles para medir
los CNF y CFF en material vegetal molido. La macro- o
micro digestión (acídica) Kjeldahl, seguida por un análisis
colorimétrico (inyección de flujo, utilizando diferentes
reactivos para N y P), se ha usado ampliamente. La digestión
ácido-húmeda seguida por la formación del complejo
fosfomolibdeno azul desde ortofosfato es un método más
preciso para la medición del P total. Alternativamente, se
puede medir P mediante ICP- OES (Plasma de Acoplamiento
Inductivo).La digestión Kjeldahl para el análisis de N está
siendo reemplazada, cada vez más, por métodos que emplean
una combinación de análisis de combustión, convirtiendo la
materia orgánica en N2 y CO2, seguida por espectrometría de
masa o cromatografía gaseosa. Estas técnicas de combustión
proveen tanto la concentración de N como la de C en la
hoja, y si se hacen con analizadores automatizados de N son
generalmente menos laboriosos e intensivos químicamente
que los análisis Kjeldahl. Las técnicas de combustión
generalmente también recuperan más N que los análisis
Kjeldahl, porque algunas fracciones de N (por ej. NO2, NO3- y algunos compuestos de N cíclicos) no reaccionan
en los análisis Kjeldahl. Sin embargo, creemos que todos
estos métodos estándar deberían dar valores razonablemente
precisos de CNF y CFF. Recomendamos analizar un material
estándar de referencia con valores de CNF y CFF conocidos
junto con las muestras.
Casos especiales o extras
(1) Plantas heterófilas y áfilas. Ver sección 3.1.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: Chapin (1980); Field and Mooney (1986); Lambers
and Poorter (1992); Aerts (1996); Cornelissen et al.(1997);
Grime et al. (1997); Reich et al. (1997); Aerts and Chapin
(2000); Wright et al.(2004); Reich et al. (2010).
3.7 Resistencia física de las hojas
Las hojas físicamente más fuertes están mejor protegidas
contra daños mecánicos por factores abióticos (viento,
granizo) y bióticos (herbivoría, pisoteo), contribuyendo a
mayores tiempos de vida de las hojas. La dureza de una hoja
es un buen indicador de la inversión en C para protección
estructural de los tejidos fotosintéticos en general. Estas
características también tienen efectos una vez muerta la
hoja, ya que las hojas más duras o resistentes constituirán
hojarasca que se descompone más lentamente.
Debido a que las hojas tienen diferentes propiedades de
resistencia dependiendo de la dirección en que es ejercida
la fuerza, la resistencia física de una hoja puede definirse
N. Pérez-Harguindeguy et al.
y medirse de diferentes maneras. Las tres propiedades más
frecuentemente medidas son la fuerza para rasgar, el trabajo
para cortar y la fuerza para perforar (Ft,Wsy Fppor sus siglas
en inglés, respectivamente). Ft es la fuerza requerida para
cortar una hoja o un fragmento de hoja, dividido por su ancho,
y expresada en kN m-1 o N mm-1. Nótese que previamente
también se ha definido Ft como “fuerza tensil foliar”. Ws,
llamada algunas veces “fuerza de fractura”, refleja la fuerza
necesaria para cortar una hoja o fragmento de hoja a un
ángulo y velocidad constantes, expresada en N o su análogo,
J m-1. Fp es la fuerza necesaria para atravesar un perforador a
través de una hoja o fragmento (expresada en N mm-1). Tanto
Ws como Fp están fuertemente influenciados por el espesor
de hoja. (Ver sección 3.4).
¿Qué recolectar y cómo colectarlo?
Para el protocolo de recolección de hojas, seguir lo
establecido en el punto 3.1; para conocer los tamaños de
muestra recomendados, ver el Apéndice1.
Almacenamiento y procesamiento
Seguir los procedimientos descriptos en la sección 3.1
y mantener las muestras en conservadora o heladera. La
rehidratación no es indispensable, aunque es deseable para
los casos en que se necesite medir el espesor de hoja de
manera precisa. Medir tan pronto como sea posible luego
de la recolección, preferentemente dentro de las 72 horas
para especies de hojas blandas, las hojas más duras tienden
a mantener su dureza por varios días. Si no es posible
realizar las mediciones dentro del período sugerido (por ej.,
las muestras deben ser transportadas a sitios distantes), una
alternativa es secar las muestras al aire, colocándolas entre
hojas de papel absorbente en un herbario, inmediatamente
luego de la recolección. En este caso, sí será necesaria una
rehidratación previamente a las mediciones. La dureza de
hojas frescas y rehidratadas está bien correlacionada para
hojas de especies esclerófilas y pastos, tanto en el caso de Ft
como de Ws.
Mediciones
Para hojas frescas las mediciones se realizan
directamente sobre el material almacenado en las bolsas.
Para hojas secadas al aire, proceder primero a la rehidratación
colocando las muestras entre papeles absorbentes saturados
de agua y guardándolas en bolsas plásticas selladas en la
heladera, por 24 horas (una hidratación con rociador puede
ser mejor para especies xerofíticas, sensibles a la pudrición,
ver Sección 3.1). Aquí, describiremos tres métodos que
han producido buenos resultados y para los cuales existen
instrumentales de medición desarrollados específicamente. Si
usted tiene la posibilidad, recomendamos medir la propiedad
New handbook for measurement of plant traits más relacionada al proceso de su interés. Por ejemplo, en
el caso de herbivoría por pastoreadores vertebrados, la Ft es
probablemente la propiedad más relevante, mientras que si
el interés se centra en insectos masticadores o en pisoteo por
mamíferos, entonces Ws sería la mejor aproximación a la
propiedad de interés (Tabla 2).
(1) Pruebas tensiles o de rasgado. La fuerza para rasgar
(Ft) puede ser medida de una manera fácil y económica,
con un aparato muy simple que incluye un dinamómetro
con un rango de 0 a 3 kg (Figura 3.a). Para hacerlo,
corte un fragmento de la hoja de la parte central, pero
excluyendo la nervadura central, a menos que ésta
no sea muy prominente (por ej. en algunas Poáceas o
Liliáceas), o que la hoja sea tan pequeña como para
no poder hacerlo sin la ayuda de una lupa. El largo del
fragmento debe seguir el eje longitudinal de la hoja
(misma dirección que la nervadura central). El ancho del
fragmento variará entre 1 mm (en especies muy duras)
y 10 mm (en especies muy blandas). Siempre que sea
posible, se recomienda usar fragmentos con una relación
largo:ancho entre 5 y 10, para asegurar que la fuerza
es ejercida a lo largo del eje principal. Medir el ancho
exacto de la muestra antes de colocarla en el aparato.
Ubicarla perpendicularmente a los bordes de los cepos,
luego fije con éstos los dos extremos de la muestra.
Haga esto delicadamente, sin dañar los tejidos. Para
Australian Journal of Botany
37
ello, una fina pieza de goma adherida a los bordes de los
cepos puede ser de utilidad. Las hojas muy pequeñas,
hojas muy duras o resbalosas, y hojas suculentas,
deben ser fijadas más fuertemente por medio del uso
de cinta adhesiva doble faz. Una vez fijada la muestra,
tirar lentamente con fuerza creciente, hasta que la hoja
se corte. Preste atención al dinamómetro para leer la
fuerza ejercida al momento del corte. Para la conversión
de unidades, recuerde que 1kg=9,81N. Divida la fuerza
total por el ancho de la muestra para obtener Ft. Exprese
el resultado en N mm-1.Existen otros instrumentos más
sofisticados para medir Ft, como el tensiómetro Instron
5542 (Canton, MA, USA) o (con adaptaciones), el
Mecmesin Ultra Test Tensiometer (Mecmesin, Slinfold,
UK). Las hojas muy blandas para mostrar un valor real
de medición con el aparato, reciben un valor arbitrario
de fuerza de rasgado de cero. Para hojas demasiado
duras para ser cortadas, primero se debe intentar cortar
un fragmento más angosto (menos de un mm en caso de
ser necesario y posible). Si aun así no puede cortarse,
entonces esa muestra recibe un valor igual al máximo
posible que arroja el aparato (asumiendo un ancho de
muestra de 1 mm). En el caso de especies suculentas (o
tallos modificados), los cuales se “escapan” de los cepos
en el aparato, realice las mediciones en fragmentos de
epidermis.
Tabla 2. Tipos de pruebas usadas comúnmente para medir propiedades mecánicas de las hojas.
38
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
Fig. 3. Diferentes aparatos para medir la dureza física de las hojas. Diagramas que representan distintos dispositivos usados para: (a)
Pruebas de rasgado, según se describe en Grime (1993); (b) Pruebas de corte con tijera (prototipo de Darvell et a. 1996; un dispositivo
similar se describe en Wright e Illius 1995; (c) Pruebas de corte vertical o cizalla, reproducido de Wright y Cannon (2001) (en este diagrama
no se muestran las protecciones de seguridad, el sujetador de muestras de apertura rápida ni la unidad de control electrónica); y (d) Prueba
de pinchado, de Aranwela et al. (1999).
(2) Pruebas de corte o cizallamiento. Al menos cinco
aparatos han sido utilizados para medir trabajo de
corte (Ws). Todos ellos miden la cantidad de trabajo se
necesita para cortar una hoja, ya sea con una hoja de
corte simple contra una base, o con un par de hojas de
corte (tijeras). Un aparato portátil y ampliamente usado
para medir la fuerza promedio para cortar una hoja a
una velocidad y un ángulo constante (20º) se muestra
en la figura 3.b. Otro aparato, no portátil, para esta
medición se muestra en la Figura 3.c. En ambos casos,
el aparato consiste de una parte mecánica, una fuente
de potencia y una computadora en la cual se registra
New handbook for measurement of plant traits un archivo de salida. Para proceder con estos aparatos,
primero debe realizarse una calibración de acuerdo a las
especificaciones particulares de cada uno. Debe tenerse
en cuenta que esta metodología es altamente sensible,
el operador debe evitar toda fuente externa de posible
error o interferencia (vibraciones, viento). Además,
debe limpiarse adecuadamente la o las hojas de corte
con un paño embebido en alcohol. Medir con precisión
el espesor de la hoja o fragmento (lámina o nervadura)
con un calibre, antes de colocarla en el aparato. Luego,
coloque la muestra en la plataforma y fíjela con sus
soportes. Las hojas son cortadas perpendicularmente a
la nervadura central, a la altura de mayor ancho de la
hoja, o en la mitad entre la base y la punta de la misma,
en el caso de que el punto de ancho máximo sea difícil
de definir). En algunos estudios, la nervadura central
se elimina para obtener el valor correspondiente a la
lámina solamente (o se miden ambas cosas, pero por
separado). Como alternativa (aunque menos precisa),
el operador puede remover una parte de los datos, que
representan la nervadura cortada, y analizar este dato
por separado. El procedimiento para calcular el valor
final difiere entre los diferentes aparatos. Para hacerlo,
deberá referirse a los diferentes manuales de usuario.
Una copia calibrada del dispositivo mostrado en la figura
3.c se encuentra disponible para su uso en el CNRS en
Montpellier, Francia (contactar a Eric Garnier, email:
[email protected]).
(3) Pruebas de perforación. La Fuerza para perforar (Fp)
es la resistencia del tejido de la hoja (particularmente
epidermis) a la ruptura, excluyendo la dureza aportada
por las nervaduras y venas. Diferentes penetrómetros
(Figura 3.d) han sido utilizados en el pasado (no existe
un diseño estándar). Todos ellos tienen un perforador en
la punta, que puede ser una aguja o una punta roma (con
un diámetro aproximado de 0,5 – 5,5 mm) unido a una
pequeña balanza o a un medidor de peso (siendo éste un
recipiente llenado gradualmente con agua, y pesado luego
de la perforación). El perforador atraviesa una plataforma
con un orificio en el centro. Se recomienda dejar una
luz de 0,05-0,1 mm entre el perforador y los bordes del
hueco en la plataforma, a los fines de evitar errores por
fricción entre estos componentes. Una punta afilada en
el perforador permit6e también evitar sobrestimaciones
de la fuerza necesaria, resultado más de la compresión
y tensión que del corte en sí. Para estandarizar la fuerza
por unidad de longitud, se debe dividir la fuerza por
la circunferencia del perforador. El dato se expresa
en N mm-1. La consistencia de valores en diferentes
puntos de la hoja tiende a ser consistente, en tanto se
eviten nervaduras y venas. 3 mediciones por hoja son
probablemente suficientes. Este test no funciona bien para
muchos pastos y otras monocotiledóneas. Este método
Australian Journal of Botany
39
ha sido más utilizado en los trópicos. Algunos estudios
recientes han incorporado el perforador a aparatos más
sofisticados diseñados para medir propiedades de los
materiales (como el Instron 5542).
Casos especiales o extras
(1) Plantas áfilas. Ver sección 3.1.
(2) Dureza del tejido de la hoja o dureza específica de
la hoja. Este interesante parámetro adicional puede
obtenerse al dividir la Ft, Ws o Fp por el espesor
(promedio) de la muestra. La medición del espesor de
hoja (en mm) para este fin es comúnmente obtenida
con un calibre, inmediatamente después de medir el
ancho de la muestra, y antes de ubicarla en el aparato de
medición.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Coley (1988); Choong et al. (1992); Grubb (1992); Turner
(1994); Wright and Vincent (1996); Cornelissen et al. (1999);
Lucas et al. (2000); Díaz et al. (2004); Read and Stokes
(2006); Kitajima and Poorter (2010); Onoda et al. (2011).
Más sobre métodos: Hendry and Grime (1993); Darvell
et al. (1996); Aranwela et al. (1999); Wright and Cannon
(2001).
3.8 Longevidad y duración del follaje verde
La longevidad de una hoja es definida como el período
de tiempo durante el cual una hoja individual (o una
estructura análoga a la hoja) o una parte de una hoja (ver
Monocotiledóneas más adelante en el texto) está viva y
fisiológicamente activa. Se expresa en días, meses o años. La
longevidad de las hojas se relaciona con la estrategia de uso
de los nutrientes de una planta, por lo que está relacionada
con otros caracteres importantes de la planta tales como tasa
de crecimiento potencial, eficiencia en el uso de nutrientes,
y descomponibilidad de la broza. Que una planta sea muy
longeva es a menudo considerado un mecanismo para
conservar nutrientes y/o para reducir los costos respiratorios
en hábitats con estrés ambiental o bajo suministro de recursos.
Especies con hojas de vida más larga tienden a invertir mayor
cantidad de recursos en la protección de las hojas y, en parte
a consecuencia de eso, crecen más lentamente que especies
con hojas de vida más corta. Además, las hojas de vida larga
conservan los nutrientes internos por más tiempo. La broza
procedente de hojas de larga vida tiende a ser relativamente
de descomposición más lenta.
La longevidad de la hoja no indica necesariamente la
fenología de crecimiento o la proporción del año que una
planta es capaz de hacer fotosíntesis. Esto es porque las
hojas pueden envejecer todas juntas (como en las especies
deciduas), o su senescencia puede extenderse en un
40
Australian Journal of Botany período mucho más largo, en ese caso una planta puede
mantener muchas cohortes de hojas de diferentes edades
simultáneamente, como en muchas especies perennifolias
templadas. Además, algunas perennifolias tropicales
mantienen una copa de hojas verdes continuamente, pero
poseen hojas de longevidad muy corta, porque tienen una
tasa alta y continua de producción de hojas.
Para entender la habilidad de una planta de explotar su
luz ambiental dependiente de las estaciones, así como la
sincronización de su crecimiento, es útil medir también la
duración del período (meses por año) en el que la copa foliar
(o la principal unidad fotosintética análoga) está verde. Esta
medida constituye un importante componente del ritmo del
crecimiento de una planta, o fenología. Algunas especies
de plantas que se caracterizan por evitar la competencia
(incluyendo las que son colonizadoras de claros) pueden
tener períodos muy cortos de exhibición de hojas fuera del
pico máximo de follaje de las especies más competitivas.
Algunas geófitas primaverales logran un crecimiento
importante al principio de la estación favorable, antes de
que la copa verde se cierre. En contraste, muchas especies
perennifolias tienen una habilidad de fotosintetizar a lo largo
de todo el año. Se puede obtener información detallada sobre
el monitoreo de todos los aspectos de fenología de las plantas
en las redes armadas para este propósito, incluyendo la NPN
(http://www.usanpn.org/, accedido el 9 de agosto de 2016) y
el Proyecto Budburst (http//www.budburst.org, accedido el 9
de agosto de 2016).
a) Medición de la longevidad de la hoja
Se requieren diferentes métodos para taxa con diferentes
tipos de patrones fenológicos y de demografía foliar. En
todos los casos en donde se desea obtener una medida
general, se deben seleccionar individuos y hojas usando los
mismos criterios indicados en la sección 3.1.
1. Dicotiledóneas: El método 1.1 (aquí abajo) es el mejor,
pero también el más laborioso y requiere un período
de tiempo de medición mayor. Los métodos de 2 a 4
pueden reemplazar al número 1, pero sólo si se cumplen
los criterios indicados más abajo.
1.1. Censos periódicos de hojas etiquetadas o
mapeadas. Hacer un seguimiento del nacimiento
y muerte de hojas individuales a lo largo del
tiempo a través de censos es la forma más precisa
de determinar la longevidad foliar, pero también
es la más laboriosa. Para realizar los registros se
deben etiquetar o mapear hojas individuales (no
cotiledones) cuando aparecen por primera vez
en un censo, y luego registrar periódicamente (a
intervalos de aproximadamente un décimo de
la longevidad que se estima tendrá la especie) si
están vivas o muertas. Como el intervalo entre
N. Pérez-Harguindeguy et al.
censos aumenta en relación con la media de
la longevidad, la precisión de cada medición
individual va a disminuir con la longevidad.
Mediante un tamaño de muestra suficientemente
grande la estimación de la media debería conservar
su precisión. La información que identifica a cada
hoja debe ser registrada en la hoja misma (o cerca
sobre la rama, pero en una forma sistemática para
que no se preste a confusiones), a menudo se
hace con un código breve (tal como colores y/o
símbolos). Alternativamente, se puede dibujar
una rama y hoja, o un mapa de ellas, y se pueden
utilizar diferentes colores en cada fecha de censo.
En este método, la posición en la rama que separa
hojas producidas en consecutivos intervalos entre
censos debe ser marcada. Las hojas producidas en
un intervalo entre censos dado se deben dibujar
de tal forma que su posición espacial relativa sea
clara. En el primer censo en el que la hoja ya no
está presente o completa o mayormente muerta) se
la tacha en el dibujo con el color del censo actual.
Para cada planta individual, seleccionar dos o
más ramas o tallos y muestrear todas las hojas
sobre ellos. Tener en cuenta que son necesarias
un total de al menos 40, e idealmente 160 hojas,
por especie (ver Apéndice 1). Para lograr este
número, recomendamos incrementar el número de
individuos, más que el número de ramas o tallos
por individuo. Calcular la longevidad de cada
hoja individual y tomar el promedio por planta
individual. Además de proveer la estimación más
precisa de la media y la mediana de la longevidad
de la hoja, este método también permite obtener la
frecuencia de distribución y estimar la varianza, lo
que la mayoría de los otros métodos no permiten.
1.2. Conteo de hojas producidas y muertas en un
intervalo de tiempo: Contar (para cada tallo
o rama) el número total de hojas producidas
y muertas en un intervalo de tiempo que
represente un período de aparente equilibrio
entre producción de hojas y su mortalidad (ver
abajo en este protocolo). Recomendamos hacer
alrededor de ocho conteos a lo largo de este
intervalo de tiempo, pero una frecuencia mayor
puede ser recomendable en algunos casos. Luego,
estimar la media de la longevidad de la hoja
como la distancia media de tiempo entre número
acumulado de hojas producidas y el número
acumulado de la mortalidad de hojas (graficando
la producción de hojas y la mortalidad de hojas en
el tiempo). Este es un buen método si los censos
son lo suficientemente amplios como para cubrir la
periodicidad estacional (típicamente es necesario
New handbook for measurement of plant traits abarcar desde varios meses hasta un año si hay
periodicidad estacional) y la rama o tallo está en
un cuasi-equilibrio en términos de producción de
hojas y mortalidad. Este período puede ser mucho
más corto para las plantas de rápido crecimiento;
como las pioneras en la selva tropical lluviosa, las
pioneras leñosas en zonas templadas o muchas
hierbas. Esta técnica es útil para plantas en su fase
de crecimiento exponencial, y para plantas con alta
longevidad foliar (porque permite conseguir los
datos más rápidamente). El número de individuos
y hojas es el mismo que en el método 1.1.
1.3. Observar una cohorte de hojas hasta que la
mitad haya muerto. Este método mide la mediana
de la longevidad foliar. Para realizar el registro
debe contarse el número de hojas que aparecen
entre dos censos. Periódicamente se debe volver
a visitar la misma planta y contar el número de
hojas que quedan. Este método es efectivo cuando
se producen muchas hojas en un período corto
de tiempo. Se debe ser cuidadoso en tomar las
mediciones para cohortes consecutivas múltiples,
si hay posibilidades de que la variación estacional
o interanual cause cambios en la duración de las
diferentes cohortes. El número de individuos y
hojas es el mismo que en el método a.1.1.
1.4. Contar “cohortes” para muchas coníferas y sólo
algunas angiospermas leñosas. Para usar este
método en angiospermas leñosas es importante
estar muy familiarizado con la especie. Este
método es muy fácil y rápido, pero sólo puede ser
utilizado si es conocido que la especie produce
follaje a intervalos regulares conocidos (lo más
frecuente es una vez por año) y cada sucesiva
cohorte puede ser identificada tanto por diferencias
en las propiedades del follaje, por cicatrices o por
otras marcas sobre el tallo/rama. Para realizar el
registro con este método se debe contar, rama
por rama, el número de cohortes con más del 50
% del follaje original remanente, y usar ese dato
como una estimación de la media de la durabilidad
de las hojas. Esto sirve sihay poca mortalidad
de hojas para cohortes más jóvenes, y la mayor
mortalidad ocurre en el año de recambio máximo.
Muchas coníferas, especialmente Pinus y Picea,
muestran este patrón, aunque algunas especies
de Pinus pueden tener picos de producción de
hojas o de senescencia más de una vez al año.
Este método tiene una leve sobreestimación,
puesto que hay alguna mortalidad en cohortes
más jóvenes, y usualmente ninguna o muy pocas
sobrevivientes en las cohortes más viejas que la
del pico de regeneración/recambio. Este método
Australian Journal of Botany
41
también puede servir (a) si hay alguna mortalidad
en cohortes más jóvenes y una proporción
aproximadamente igual de sobrevivientes en
cohortes más viejas que la primera cohorte con
> 50% de mortalidad, o (b) si se estima el % de
mortalidad cohorte por cohorte. Sin embargo,
debe tenerse en cuenta que algunas coníferas
pueden aparentar haber perdido las hojas (agujas)
a juzgar por las cicatrices que nunca estuvieron allí
en primer lugar por sus estructuras reproductivas.
Tenga en cuenta que en los climas de tipo
mediterráneo algunas especies experimentan dos
estaciones de crecimiento cada año. En general se
debe contar un tallo (preferentemente el principal
o el tallo dominante en la copa más alta) de por lo
menos diez plantas individuales.
1.5. Duración del follaje verde para especies que
producen la mayoría de sus hojas en una cohorte
simple dentro de un período corto y las pierden
a todas en un corto período de tiempo (ver (b)
Duración del follaje verde, más abajo). Este
método es posiblemente el menos preciso de los
cinco que aquí se describen.
2. Monocotiledóneas: Para algunas especies de
monocotiledóneas, la longevidad de la lámina entera
puede ser medida como se describió arriba. Sin
embargo, dados los hábitos de crecimiento de muchas
monocotiledóneas (ver más adelante en este protocolo),
esto puede no ser una estimación de la longevidad
del tejido verde que es comparable con las medidas
de las dicotiledóneas descriptas con anterioridad. En
algunos pastos y taxa relacionados, la lámina continúa
generando tejidos nuevos mientras el viejo tejido
comienza a envejecer, haciendo que la media de la
duración de la lámina completa sea mucho más larga
que la duración de una sección particular de la lámina.
Debido a esto, la longevidad de la lámina completa no
es particularmente significativa como una medida de la
longevidad del tejido. En esos casos, la producción y
mortalidad de zonas específicas de la lámina pueden ser
medidas para estimar la longevidad del tejido, con una
adaptación del Método 2 antes descripto.
b) Medición de la duración del follaje verde
Observar el follaje de cinco a diez individuos de una
especie dada varias veces a lo largo del año. Recomendamos
un censo de todas las especies en el inventario al menos una
vez al mes durante la estación favorable (preferentemente
incluyendo un censo apenas antes y apenas después de la
estación favorable) y, de ser posible, uno en el medio de la
estación desfavorable. Los meses en los cuales se estima que
las plantas tienen al menos el 20% del follaje potencial en su
42
Australian Journal of Botany pico estacional se interpretan como meses “verdes”. Estos
censos pueden combinarse con mediciones de longevidad
de las hojas. La mayoría de las especies con longevidad de
las hojas individuales > 1 año estarán verdes a lo largo de
todo el año. Nótese que en algunas especies perennifolias
de los trópicos, en los cuales no hay estaciones marcadas,
la longevidad de las hojas individuales puede ser tan corta
como unos poco meses.
Casos especiales o extras:
(1) Plantas áfilas: Si los tejidos fotosintéticos no mueren
y caen como unidades separadas, seguir el Método 1.2
para las zonas específicas de los tejidos fotosintéticos,
como se especificó arriba para las monocotiledóneas.
Referencias sobre la teoría, significado y base de datos:
Chabot and Hicks (1982); Coley (1988); Reich et al.(1992);
Aerts (1995); Reich et al. (1997); Westoby et al. (2000);
Wright et al. (2002); Reich et al.(2004); Wright et al. (2004);
Poorter and Bongers (2006).
Más sobre métodos: Jow et al.(1980); Diemer (1998);
Craine et al. (1999); Wright et al.(2002);Reich et al. (2004).
3.9 Densidad de nervaduras
Las redes de nervaduras son las encargadas del transporte
de agua, carbono y nutrientes en la hoja. La densidad de las
nervaduras y la longitud de las nervaduras menores por unidad
de área foliar (mm mm-2) se pueden usar para caracterizar
la estructura de estas redes. La densidad de las nervaduras
determina la conductancia hidráulica y la tasa fotosintética.
Dependiendo del grupo de especies considerado, la densidad
de nervaduras puede correlacionarse con otros caracteres
foliares, tales como el espesor foliar, la densidad de estomas
y la tasa máxima de intercambio de gases. Este carácter
muestra plasticidad a lo largo de los ambientes dentro de una
especie y es altamente variable entre especies, mostrando
tanto tendencias fliogenéticas amplias como potenciales
adaptaciones a los gradientes de recursos.
Para la medición de este carácter pueden utilizarse hojas
frescas o secas (ver protocolo de recolección de hojas en
3.1.). La intensidad del muestreo debe tener en cuenta la
variación conocida entre las hojas al sol y a la sombra, y a lo
largo de la lámina de hojas determinadas. Si es posible, las
mediciones deben hacerse en las secciones de la lámina que
no contienen venas grandes. Para hojas más pequeñas, usar
la hoja entera, Para hojas más grandes, una sección de 1 cm2
es suficiente.
Mediciones
Remojar la hoja en 5 % p/v NaOH/H2O por 24-72 horas
o hasta que se vuelva transparente. Si la solución se vuelve
N. Pérez-Harguindeguy et al.
de un color marrón opaco durante el remojo, reemplace
la solución de remojo. Luego enjuague la hoja en H2O y
transfiera a una solución al 2% p/v NaOCl/H2O por 5-30
minutos o hasta que se haya desteñido.
Enjuagar la hoja en H2O y transferir deshidratando
progresivamente a etanol puro (por ej, 30%, 50%, 70%,
100% etanol, cada paso debe durar 30 segundos, para hojas
más tiernas; hasta 5 minutos para hojas más duras). Teñir la
hoja por 15 minutos en 1% p/v safranina O en etanol y/u otro
colorante para ligninas. Desteñir en etanol. Luego la hoja
puede ser montada en agua o glicerol en láminas transparentes
de plástico, o en preparados permanentes, luego de la
transferencia con 100% tolueno, en inmersión con aceite o
Permount (luego del montaje dejar el preparado varios días
en reposo para permitir la total evaporación del tolueno
antes de realizar las mediciones). Las nervaduras aparecerán
teñidas en rojo. Previo a la medición asegurarse que todas las
nervaduras de la red sean visibles. Las nervaduras menores,
que son más numerosas y funcionalmente muy importantes,
pueden ser muy difíciles de ver, y a menudo requieren
remover la cutícula para una visualización más precisa. El
conteo de las nervaduras debe ser hecho utilizando objetivos
microscópicos de 4x para helechos y hasta de 40x para
angiospermas. Fotografiar la red de nervaduras utilizando
una luz microscópica, asegurando un campo de visión lo
suficientemente grande (por ej., 1-10 mm2). Luego medir la
longitud total de las nervaduras en la imagen y dividir ese
número por el área de la imagen para obtener la densidad
de las mismas, utilizando un software de análisis de imagen
(ver 3.1). Este proceso de análisis de imagen puede ser
semiautomatizado con los softwares libres disponibles (ver
Mas sobre metodología más adelante) pero la precisión debe
ser testeada.
Casos especiales y extras
(1) Manipulación de las hojas. Las hojas se vuelven
delicadas durante el proceso de tinción y montaje,
por lo que deben ser manipuladas cuidadosamente
entre soluciones. De ser necesario la solución debe ser
aspirada del recipiente que la contiene, de forma que no
se produzcan perforaciones o desgarros en la lámina.
Para mejores resultados, los detalles del protocolo
de enjuague de las hojas pueden ser modificados de
acuerdo a las características particulares de las diferentes
especies. Por ejemplo, se puede utilizar Na tibio (nunca
hirviendo), y enjuagar varias veces, y una solución
más fuerte de NaCl/H2O por un período de tiempo más
corto. Las hojas pequeñas o delgadas pueden requerir
menos tiempo de remojo en todas las soluciones. Por el
contrario, hojas muy gruesas o densas pueden requerir
varios días en la solución de NaOH antes de volverse
transparentes. Las hojas peludas pueden requerir que se
remueva la epidermis.
New handbook for measurement of plant traits (2) Esclereidas. En algunas especies, las hojas pueden tener
esclereidas (que también tienen una función hidráulica
muy importante) y que pueden ser confundidas con
nervaduras. En estos casos o en otros particulares, puede
ser necesaria la medición de caracteres adicionales
de nerviación, para investigaciones más detalladas de
estructura y función de la hoja (ver referencias más
adelante).
Referencias sobre la teoría y significado: Uhl and
Mosbrugger (1999); Roth-Nebelsick et al.(2001); Sack and
Frole (2006); Sack and Holbrook (2006); Brodribb et al.
(2007); Boyce et al.(2009); Brodribb et al. (2010).
Más sobre métodos: Dilcher (1974); Gardner (1975);
Brodribb and Feild (2010); Price et al. (2011).
3.10 Tasa fotosintética en saturación de luz
La tasa fotosintética máxima (i.e. en condiciones de
saturación de luz) (Amax) bajo condiciones de campo típicas,
es expresada usualmente en µmol m-2 s-1 o nmol g-1 s-1, o
ambas. Amax es un caracteres valioso como medida (o al
menos como índice) de la capacidad metabólica y es un
factor que determina en el promedio de la tasa fotosintética
alcanzada (para el follaje superior de la copa). Amax se
relaciona con otros aspectos estructurales, químicos y de
longevidad del espectro de la economía de las hojas y, junto
con esas otras variables, puede permitir predecir procesos de
la copa a nivel ecosistémico. Típicamente se hacen medidas
simultáneas de la conductancia del vapor de agua de la hoja
al mismo tiempo que las mediciones de fotosíntesis.
¿Qué, cuándo y cómo realizar las mediciones?
Se recomienda realizar las mediciones sobre hojas
jóvenes y totalmente expandidas (Ver 3.1). Éstas deben
provenir de las partes iluminadas de la copa, salvo que se
esté enfocando la investigación en taxones del sotobosque.
Medir las hojas solamente si han estado expuestas a la luz
suficiente tiempo justo antes de realizar las mediciones (por
ej. sol directo por 5-10 minutos) para minimizar los recaudos
sobre el estatus de inducción foliar o el cierre de estomas
debido a la sombra (Ver 3.1. por más discusión).
Dado que la fotosíntesis real es menor que la máxima
debido a numerosos factores (incluyendo bajas o altas
temperaturas, humedad del suelo o del aire limitadas,
potencial de agua en las hojas negativo e inhibición fuentesumidero, entre otras), se debe ser cuidadosos al elegir el
momento del año, hora del día y condiciones generales bajo
las cuales hacer las mediciones. Es esencial tener algún
conocimiento sobre las respuestas al intercambio de gases
del taxón en estudio.
No haga mediciones durante o justo después de períodos
(días a semanas) de déficit de agua severo o temperaturas
Australian Journal of Botany
43
inusuales. Lo ideal es realizar las mediciones en días donde
la humedad del suelo, el estatus de agua de la planta, la
humedad del aire, la irradiación y las temperaturas están
cerca del óptimo para el taxón en cuestión. Las mediciones
en la mayoría de los ecosistemas deben ser hechas a media
mañana o hacia el final de la mañana (8- 11 hora local) bajo
temperaturas o déficit de presiones de vapor que no sean
limitantes. Esto minimiza el riesgo de muestrear durante
el medio día o en la tarde, cuando disminuye la tasa de
intercambio de gases debido al cierre de los estomas,
la inhibición fuente-sumidero u otras causas. Si una
determinada mañana, o las mañanas en general, son frías
en relación a la temperatura óptima para la fotosíntesis,
las mediciones se pueden hacer más tarde durante el día.
Como la mayoría de las mediciones publicadas han sido
realizadas bajo concentraciones de CO2 ambientales, sería
recomendable hacer lo mismo. Si las tasas pueden también
ser calculadas bajo niveles de saturación de CO2, también es
de utilidad.
Cualquier sistema de medición de intercambio de
gases foliares confiable puede ser usado para realizar las
mediciones. Las condiciones de la cámara pueden ser
establecidas en los niveles considerados óptimos, o bien
se pueden dejar las condiciones in situ (que necesitan ser
cercanas a las óptimas). Si es posible, medir el follaje intacto
o las hojas sobre las ramas cortadas y luego recortadas bajo el
agua. En este último caso, controlar si hay individuos que no
logran permanecer hidratados. Para corroborar que la técnica
funciona adecuadamente para el taxón estudiado haga una
comparación de intercambio de gases en ramas intactas y
en ramas “recortadas”. Las mediciones pueden ser también
realizadas en hojas sueltas, pero en este caso las hojas deben
ser medidas dentro de segundos a unos pocos minutos como
máximo, después de su desprendimiento. También en este
caso se debe realizar una prueba de medición sobre hojas
intactas vs. hojas sueltas, en una submuestra, para asegurarse
que las tasas observadas son similares. Si es posible, el
material foliar dentro de la cámara debe ser colectado (Ver
3.1.), medido para CMSF y AFE, y almacenada para análisis
químicos subsiguientes.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Reich et al. (1992); Reich et al. (1997); Reich et al. (1999);
Wright et al. (2004).
Más sobre métodos: Wong et al.(1979 and 1985 a-c);
Reich et al.(1991a, b); Ellsworth and Reich (1992).
3.11 Respiración foliar en oscuridad
La caracterización de la respiración foliar en oscuridad (Rhoja),
de una manera que permita comparaciones entre especies y
especialmente entre sitios y momentos del año es un desafío,
dada la sensibilidad y la necesidad térmica que posee la
Rhoja. Sin embargo la medición de Rhoja bajo condiciones
44
Australian Journal of Botany de campo típicas es valiosa porque es una medida del
metabolismo basal y un estimador aproximado del promedio
de flujo efectivo de carbono respiratorio nocturno. La Rhoja
se relaciona con otros aspectos metabólicos, estructurales,
químicos y de longevidad del espectro de la economía de
la hoja y junto con esas otras variables, permite estimar
procesos que ocurren a escala de la copa en general y/o de
los ecosistemas enteros.
¿Qué, cuándo y cómo tomar las mediciones?
Muestrear hojas jóvenes o de mediana edad pero
totalmente expandidas (Ver 3.1) para evitar medir la
respiración asociada con la biosíntesis (growth respiration)
No realizar mediciones durante o inmediatamente después
condiciones atípicas (estrés por calor o frío, estrés hídrico,
etc.) a menos que la respuesta a esos factores sea el foco
de la investigación. Tomar las muestras de hojas de sectores
de la copa expuestas al sol durante el día, a menos que la
vegetación bajo estudio pertenezca a un grupo taxonómico
que se encuentre en las partes sombreadas del sotobosque
(pero también ver Casos especiales y extras en 3.1.). Si
es posible, medir las hojas intactas durante la noche. En
cualquier caso las hojas deben haber estado en la oscuridad
por alrededor de 30 minutos previos a la medición para
minimizar la variación debido a fotosintetatos fijados muy
recientemente o a pérdidas de CO2 respiratorio inducidas por
luz efímera.
Para realizar estas mediciones se puede usar cualquier
sistema de intercambio de gases foliares confiable con el
que sea posible controlar la temperatura de la hoja. De ser
posible, medir hojas sin desprenderlas de la planta. Si esto
no fuera posible, la alternativa es medir hojas sueltas frescas,
mantenidas en humedad y en la oscuridad (para minimizar
pérdidas de carbono y agua) hasta realizar las mediciones.
De ser posible, realizar pruebas de hojas sin desprender
vs. sueltas en una submuestra para asegurar que las tasas
observadas sean similares (Ver en 3.10 por manipulación de
hojas).
La Rhoja puede ser medida sobre el mismo material en
el que se mide la tasa fotosintética (ver 3.10) simplemente
apagando, o cerrando la cámara completamente a la luz
incidente (y esperando al menos 30 minutos). Sin embargo,
las tasas de flujo para Rhoja son aproximadamente un orden
de magnitud menores que la Amax y por eso la relación entre
la señal y el ruido de los sistemas portátiles de medición
de fotosíntesis pueden ser subóptimos para taxa con tasas
de flujo más bajas. Se puede reducir las tasas de flujo y/o
incrementar la cantidad de hojas en la cámara para disminuir
este problema, pero esto no siempre es suficiente para obtener
mediciones confiables. En este último caso se pueden realizar
las mediciones mediante cámaras especializadas (que pueden
resistir más cantidad de hojas) y/ o eligiendo una temperatura
N. Pérez-Harguindeguy et al.
estándar lo más alta posible, dentro del rango (próximo
párrafo), para disminuir el problema incrementando la tasa
de flujo.
Usualmente las mediciones de Rhoja se realizan a
temperaturas estándar típicas del sitio de crecimiento de la
especie en estudio (por ej. 25°C en los trópicos, 20°C en
zonas templadas, 10 o 15°C en fríos boreales o tundra). Sin
embargo, muchas veces se realizan también comparaciones
de taxa que crecen en diferentes ambientes bajo diferentes
temperaturas. En estos últimos casos, las funciones de
respuestas a temperaturas instantáneas pueden ayudar a
evaluar la respiración a lo largo de diferentes regímenes de
temperatura. Para ello, cuando sea posible, se recomienda
medir submuestras de hojas a temperaturas diferentes, por
ejemplo con intervalos de 10°C, o, idealmente a cuatro
temperaturas diferentes dentro de un rango de 15 a 35°C
Referencias sobre la teoría, significancia y bases de
datos: Reich et al. (1998); Tjoelker et al. (2001); Wright et al.
(2004); Atkin et al. (2005); Reich et al. (2008); RodríguezCalcerrada et al.(2010).
3.12 Vía metabólica fotosintética
En las plantas terrestres operan tres vías metabólicas
fotosintéticas principales, cada una con sus particularidades
bioquímicas: C3, C4 y CAM (Metabolismo ácido de las
Crasuláceas, CAM por sus siglas en inglés). Estas vías
metabólicas tienen consecuencias importantes para las
temperaturas óptimas de fotosíntesis (más altas en plantas
C4 que en C3 por ejemplo), para la eficiencia de uso de agua
y nutrientes, y para la respuesta a elevadas concentraciones
de CO2. En comparación con las plantas C3 las plantas C4
tienden a ser más abundantes en ambientes cálidos, soleados
y relativamente secos y/o salobres (por ej. en ecosistemas
similares a sabanas tropicales). Las plantas CAM, por su
parte, son generalmente muy conservadoras con el agua y
se desarrollan predominantemente en ecosistemas secos y
cálidos. Algunas plantas acuáticas sumergidas son CAM
también. Hay especies que son CAM obligadas y otras que
son facultativas, estas últimas pueden cambiar entre C3 y
CAM dependiendo de factores ambientales (por ej. orquídeas
epífitas en selvas de altura australiana).
Hay dos métodos principales de identificación de la
vía metabólica fotosintética disponibles: la composición de
isótopos de carbono y las observaciones anatómicas. Además,
se puede confirmar que una planta es CAM de forma muy
económica verificando que los estomas están abiertos de
noche y cerrados durante el día, o midiendo patrones diurnos
de ácidos orgánicos o valores de pH foliares. Qué método
elegir (una combinación sería lo más confiable) depende de
las facilidades o fondos disponibles, así como del objetivo
del trabajo (por ej, para contrastar C4 vs. C3, o CAM vs C3).
Aun cuando la composición de isótopos de carbono puede
New handbook for measurement of plant traits estar afectada por factores ambientales, las diferencias
intraespecíficas genéticas y/o condiciones fenológicas, la
variabilidad intraespecífica es lo suficientemente pequeña
como para no interferir con la distinción entre las vías
metabólicas C4 and C3. En muchas familias de plantas, sólo
se encontró el metabolismo C3. Es de utilidad entonces saber
en qué familias se han encontrado C4 y CAM. Las especies
de esas familias pueden ser escaneadas sistemáticamente
como potenciales candidatos para estas vías metabólicas (Ver
Material Suplementario 4, Tabla 1). Más abajo describimos
dos métodos que combinados proveen buen contraste entre
tipos de vías metabólicas.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recolectar las hojas totalmente expandidas o las
estructuras fotosintéticas de plantas adultas, saludables
y creciendo a plena luz del sol o tan cerca de la luz plena
como sea posible. Recomendamos muestrear al menos tres
hojas de tres individuos de tres plantas. Si se va a llevar a
cabo análisis anatómicos (ver en B: Análisis anatómicos),
almacenar al menos parte de las muestras frescas (ver 3.1)
(A) Análisis de isótopos de Carbono
Almacenamiento y procesamiento
Secar las muestras inmediatamente después de la
recolección (ver protocolo en sección 3.1). Una vez seca,
la muestra puede ser almacenada por largos períodos de
tiempo sin que afecte su composición de isótopos. Si esto
no es posible, la muestra podría ser almacenada primero en
una atmósfera fría y húmeda (Ver 3.1.) o se puede colocar
en el microondas y luego secar tan rápido como sea posible
a 70-80°C para evitar pérdida de materia orgánica a través
de la respiración foliar o descomposición microbiana. Las
muestras pueden ser recolectadas de una porción de un
espécimen de herbario, pero este procedimiento no es el más
recomendado. Hay que tener en cuenta que los insecticidas y
otras sustancias que puedan haberse utilizado para preservar
el espécimen pueden afectar su composición isotópica.
Pesar las hojas o tejidos para cada planta, luego moler
los tejidos secos cuidadosamente y pasarlos por un tamiz
de 40 µm o más fino. A menudo es más fácil, si la muestra
es muy pequeña, moler todo el material con un mortero de
mano. Se necesitan sólo pequeñas cantidades de tejido para
el análisis de isótopos de carbono. En la mayoría de los casos
se utiliza menos de 3 mg de materia orgánica seca.
Mediciones
Los índices de isótopos de carbono en materia orgánica
(δ13Choja) son medidos utilizando un espectrómetro de masa
(IRMS, por sus siglas en inglés, con precisión entre 0,003
Australian Journal of Botany
45
% y 0,3 %, dependiendo del tipo de IRMS utilizado) y
son tradicionalmente expresados en relación con el PDB
estándar como δ13C en unidades de por mil (‰), es decir
partes por mil. Después de los análisis de isótopos, la
vía metabólica fotosintética de las especies puede ser
determinada basándose en lo siguiente (ver explicación
gráfica en Material Suplementario 4, Figura 1)
Fotosíntesis C3
Fotosíntesis C4
CAM facultativa
CAM obligada
δ13C: -21 to -35 ‰
-10 to -14 ‰
-15 to -20 ‰
-10 to -15 ‰
Debe tenerse en cuenta que separar plantas C3 o C4 de
CAM basándose sólo en δ13C es difícil (para plantas CAM
facultativas los valores de δ13C encontrados son de un rango
tan amplio como de 14 a -23). Sin embargo, como regla
general, si δ13C es entre -10 y -23‰, y el tejido fotosintético
es suculento o las concentraciones de ácidos orgánicos son
altos durante la noche, pero bajos durante el día, entonces
asumimos que la planta es CAM. En esos casos serían
decisivas observaciones anatómicas y mediciones diurnas de
intercambio de gases o análisis bioquímicos (ver B. Análisis
anatómicos).
(B) Análisis anatómicos
Las plantas C3 y C4 generalmente muestran diferencias
consistentes en anatomía foliar, que se ven mejor en un corte
transversal. Usando una hoja de afeitar o micrótomo, haga
cortes transversales de las láminas de al menos tres individuos
por especie, asegurándose de incluir algunas nervaduras
regulares (las particularmente gruesas y prominentes,
incluyendo la nervadura principal y las laterales más gruesas,
no son relevantes). Las plantas C3 tienen hojas en donde,
por lo general, todos los cloroplastos son esencialmente
similares en apariencia y están distribuidos por todo el
mesófilo (tejidos fotosintéticos). Las células del mesófilo no
están concentradas alrededor de las nervaduras y usualmente
están organizadas en “empalizada” o estratos “esponjosos”
paralelos a, y respectivamente adyacentes a, las epidermis
superior e inferior (Ver Material Suplementario 4, Figura 2).
Verticalmente, las hojas de las plantas C3 a menudo tienen un
estrato en palizada adyacente a cada epidermis y un estrato
esponjoso entre las dos palizadas. Las células que rodean
directamente las nervaduras (estructuras de transporte con
floema de paredes delgadas y generalmente con células del
xilema con paredes más gruesas), llamadas vaina vascular/
haz vascular?, normalmente no tienen cloroplastos. Las
plantas C4, en contraste, exhiben típicamente la “anatomía
Kranz”. Concretamente, las nervaduras están rodeadas
por un estrato distintivo de vainas vasculares (Material
Suplementario 4, Figura 2) que suelen tener pared celular
gruesa y tienen cloroplastos abundantes, a menudo
agrandados, que contienen grandes gránulos de almidón.
46
Australian Journal of Botany Las células del mesófilo están usualmente concentradas
alrededor de las células de la vaina vascular, a menudo como
un estrato simple cuyas células están orientadas radialmente
en relación al centro de la nervadura, y contienen cloroplastos
más pequeños sin gránulos de almidón. Estas diferencias
pueden ser usualmente identificadas de manera sencilla bajo
un microscopio de luz común. Muchos textos de fisiología y
anatomía presentan ilustraciones más detalladas de anatomía
Kranz vs anatomía C3 (Ver Más sobre métodos abajo).
Si se observa anatomía Kranz, la especie es C4. En
caso contrario, es posible que sea C3, a menos que la planta
sea particularmente suculenta y pertenezca a alguna de las
familias descriptas como posibles CAM. En este último caso
pueden ser clasificadas como (posible) CAM. Muchas hojas
CAM no tienen la empalizada de mesófilo esponjoso típicos
de las plantas C3, sino sólo un estrato delgado de cloroplastos
más o menos isodiamétricos justo debajo de su epidermis.
En esos casos todo el centro de la hoja consiste en células
parenquimáticas incoloras, grandes, de paredes delgadas
que almacenan agua y ácidos orgánicos. En las plantas
CAM los ácidos orgánicos (mayormente ácido málico) se
acumulan durante la noche, y se degradan durante el día para
proveer de CO2 para la fotosíntesis foliar, las especies CAM
muestran un pH claramente más bajo después de la noche
en comparación con la tarde. Debido a esto si las plantas
vivas son de fácil acceso es recomendable evaluar el pH de
una muestra de hojas frescas recolectadas al atardecer yluego
machacadas en agua (ver 3.5), y repitiendo el procedimiento
sobre la misma población en una nueva muestra recolectada
antes del amanecer. Adicionalmente, las tasas de los isótopos
de carbono pueden darnos más evidencia para distinguir
entre CAM y metabolismos C3 o C4 (ver A. Análisis de
isótopos de Carbono).
Casos especiales o extras
(1) Preparados permanentes o fotografías y visibilidad
de cloroplastos. Existen numerosos métodos para
hacer preparados microscópicos permanentes. Debe
tenerse en cuenta que algunos de esos métodos pueden
resultar en una pobre visibilidad de los cloroplastos. Un
método para retener el color verde de los cloroplastos
es remojar la planta o las hojas en una solución de 100
g de CuSO4 en 25 ml de formaldehido alcohol al 40 %,
1000 ml de agua destilada y 0.3 ml 10 % H2SO4 por dos
semanas, luego en 4% formaldehido alcohol por una
semana y enjuagar posteriormente con agua corriente
por 1- 2 horas y almacenar en formaldehido alcohol
hasta su uso. Sin embargo, el material tratado de esta
forma puede ser seccionado solamente utilizando un
micrótomo luego de incluirlo o congelarlo, en cambio,
muchas hojas vivas, turgentes pueden ser seccionadas
a mano alzada utilizando técnicas adecuadas como
seccionar una hoja enrollada o una pila de muchas
N. Pérez-Harguindeguy et al.
hojas. Las fotomicrografías de preparados de secciones
frescas son una forma alternativa de mantener los
registros para mediciones futuras.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de
datos: O’Leary (1981); Farquhar et al.(1989); Earnshaw et
al. (1990); Ehleringer et al. (1997); Lüttge (1997); Zotz and
Ziegler (1997); Wand et al.(1999); Pyankov et al. (2000);
Sage (2001); Hibberd and Quick (2002).
Más sobre métodos: Farquhar et al.(1989); Ehleringer
(1991); Hattersley and Watson (1992); Mohr and Schopfer
(1995); Belea et al.(1998); Pierce et al. (2002); Taiz and
Zeiger (2010).
3.13 Composición de isótopos de carbono como
medida de la eficiencia intrínseca en el uso de
agua
La absorción del CO2 mediante los estomas inevitablemente
conduce a una pérdida de agua. La magnitud relativa de la
fotosíntesis comparada con la de la transpiración depende de
muchos factores fisiológicos, morfológicos y ambientales,
tanto que diferentes especies en diferentes condiciones de
crecimiento pueden tener amplias diferencias en el carbono
incorporado por unidad de agua perdida. Esta cantidad, la
relación entre las tasas de fotosíntesis neta y la transpiración
(=Eficiencia de uso del agua, EUA), es de gran interés
ecológico y puede ser medido a escalas de tiempo cortas o
largas.
A escalas de tiempo cortas (=instantáneas) la EUA
suele ser medida mediante análisis de gas infrarrojo (Ver
3.10). Sin embargo, la EUA instantánea de una hoja puede
variar considerablemente en un período de tiempo corto, por
ejemplo, debido a intensidad de luz variable y a déficit de
presión de vapor. Para estudios comparativos, recomendamos
tener en cuenta las precauciones señaladas en 3.10. y calcular
la “EUA instantánea intrínseca”, que es la relación entre la
fotosíntesis neta y la conductancia estomática. Esta métrica
excluye el efecto de las diferencias en presión de vapor sobre
las tasas de transpiración. Como el CO2 y el vapor de agua
comparten las vías de difusión estomática, pero la difusión
del agua es 1,6 veces más rápida que la del CO2, la EUA
intrínseca se relaciona con el gradiente de CO2 de la siguiente
manera:
EUA intrínseca= A/gs = (ca-ci) / 1,6 = ca (1 – ci/ca) / 1,6
Donde A es la fotosíntesis neta, gs es la conductancia
estromática , ca y ci son las fracciones de moles de CO2 en el
aire ambiental y en la cavidad subestomática respectivamente.
Para estudiar la EAU a escalas de tiempo más largas,
el abordaje con los isótopos de carbono ha demostrado ser
extremadamente útil. Las enzimas fotosintéticas discriminan
contra el isótopo estable 13C (en relación a 12C) durante la
fotosíntesis, entonces el carbono en las hojas está siempre
New handbook for measurement of plant traits empobrecido en 13C en relación al presente en la atmósfera.
El grado de la discriminación de las enzimas contra el 13C
depende de ci. Si ci es bajo en relación a ca entonces el aire
dentro de la hoja se enriquece en 13C y la habilidad de la enzima
para discriminar disminuye. Como resultado, la planta fija una
mayor proporción de 13C comparada con la fotosíntesis de la
planta a ci más altas. En su forma más simple, para plantas C3.
Δ = a + (b-a) ci/ca,
Donde Δ es discriminación fotosintética contra 13C,
a=4,4‰ and b=27‰. Por lo tanto, el cálculo de Δ permite
estimaciones de ci:ca integradas en el tiempo y de esta manera
de la EUA intrínseca a escalas de tiempo largas. Nótese que
Δ se calcula desde δ13C (ver 3.12.): Δ = (δ13Caire - δ13Cplanta) /
(1 + δ13Cplanta). Esto implica que es imprescindible asumir o
medir la composición de isótopos del aire.
¿Qué y cómo recolectar?
Para la estimación de la EUA intrínseca usualmente
se determina δ13C de las hojas, pero esa relación se puede
determinar en cualquier parte de la planta, por ejemplo en
los anillos de crecimiento de los árboles, para registros
históricos. Hay que tener en cuenta que, en general, existe
fraccionamiento en otros órganos además de las hojas, lo
cual lleva a que todos los órganos no-fotosintéticos sean más
ricos en 13C que las hojas. Esto permite la diferenciación
entre condiciones de crecimiento utilizando anillos de
árboles de diferentes edades. El muestreo debe considerar
que las hojas que crecieron en diferentes años o diferentes
estaciones pueden tener Δ diferentes. Al mismo tiempo, las
hojas en diferentes posiciones en un árbol o en una copa
pueden variar en Δ por diferencias en apertura estomática y
capacidad fotosintética, pero también debido a diferencias en
la composición isotópica del aire. Si bien como se dijo antes,
para estimar Δ se necesita conocer la composición isotópica
del aire, en lugares de libre circulación del aire, tales como
la parte superior de una copa, es razonable asumir que la
composición isotópica del aire es constante e igual a la de la
parte inferior de la atmósfera (δ13Caire≈ -8‰).
Almacenamiento y procesamiento
Las muestras deberán ser secadas tan pronto como
sea posible luego de su recolección y ya secas deben ser
finamente molidas. Luego de ser molidos los tejidos deben
ser cuidadosamente tamizados (tamiz de 40 µm o más fino).
Los análisis del índice de isótopos de carbono requieren
pequeñas muestras (2-5 mg), pero se recomienda recolectar
y moler cantidades más grandes de tejido para asegurar
representatividad.
Mediciones
Australian Journal of Botany
47
Ver 3.12 para medir concentraciones de isótopos de
carbono.
Casos especiales o extras
(1) Extractos de celulosa. Los isótopos a veces son
analizados utilizando extractos de celulosa para evitar
la variación introducida por la composición de isótopos
levemente diferente de otros compuestos de carbono.
En la mayoría de los casos, sin embargo, los valores de
Δ de todo el tejido y los de celulosa se relacionan muy
bien.
(2) Supuestos. Reiteramos aquí que la estimación de EUA
intrínseca a partir de la composición de isótopos de
carbono involucra un número de supuestos. Debido a
estola EUA intrínseca no necesariamente se correlaciona
bien con la EUA instantánea (relación entre fotosíntesis
y transpiración). En ese sentido la conductancia del
mesófilo es una complicación particular. Finalmente,
debe tenerse en cuenta que la ecuación para Δ que
presentamos anteriormente es una simplificación de la
teoría. Es también importante notar que, debido a sus
diferencias bioquímicas, la ecuación que presentamos
para Δ no aplica a plantas C4 o CAM, y que en estos
grupos la composición de isótopos de carbono no es de
utilidad para estimar la EUA intrínseca.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Farquhar et al. (1989); Cernusak et al. (2009).
Más sobre métodos: Ehleringer and Osmond (2000);
Seibt et al.(2008); Diefendorf et al. (2010).
3.14Pérdida de electrolitos como indicador de la
sensibilidad a las heladas
La cantidad de electrolitos que se pierden luego de que la hoja
ha sufrido congelamiento es un indicador de la sensibilidad
de un tejido las heladas y está relacionada con el clima en el
cual la especie se desarrolla. Las hojas de las especies que
habitan regiones cálidas, y/o que crecen en los sitios más
cálidos a lo largo de un marcado gradiente climático regional,
exhiben hojas con una mayor sensibilidad a las heladas, que
aquellas especies de regiones más frías, y/o que crecen en los
ambientes más fríos a lo largo de un gradiente regional. La
técnica aquí descripta está basada en la idea de que cuando
una célula o tejido experimenta un marcado estrés térmico,
uno de los primeros síntomas que manifiesta es la disrupción
de la permeabilidad de las membranas celulares, eliminando
la capacidad de las células de retener solutos, tales como
los iones. La pérdida de iones desde un tejido puede ser
fácilmente evaluada, a través de la medición de los cambios
en la conductividad de electrolitos de una solución que
baña a los tejidos. La técnica es aplicable a un amplio rango
de tipos de hojas (desde hojas tiernas a esclerófilas), taxa
48
Australian Journal of Botany (monocotiledóneas, dicotiledóneas, etc.) y, no se ve afectada
por el espesor de la cutícula.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recolectar hojas jóvenes, maduras, con la mayor
exposición solar posible, sin signos de herbivoría o daños
producidos por patógenos (ver 3.1). Cuando la recolección se
torna más complicada, la respuesta dependerá de la pregunta
a responder, aunque en la mayoría de los casos la recolección
debería estar estandarizada para todas los taxa considerados
en esta medición. Dependiendo de la pregunta de interés,
recolectar las hojas durante el pico de la temporada de
crecimiento (ver 3.1.), o preferentemente cerca del fin de
la temporada (ver Casos especiales o extras) o en invierno
(para especies perennifolias).
Si una especie crece a lo largo de un gradiente ambiental
amplio, y el objetivo es una comparación interespecífica, las
hojas deberían ser recolectadas en el sitio donde la especie
es más abundante(ver sección 1.1). Además, si el estudio
contempla comparar muchas especies, es conveniente
recolectar las muestras en el menor intervalo de tiempo
posible, para minimizar diferencias debido a la aclimatación
que pueden presentar las hojas como consecuencia de
cambios en las condiciones meteorológicas que pueden
ocurrir en días o semanas. Recolectar hojas de al menos
cinco individuos adultos, elegidos al azar, por cada especie.
Almacenamiento y procesamiento
Las hojas recolectadas deben ser almacenadas en una
conservadora o heladera hasta que sean procesadas en el
laboratorio (ver 3.1.). Con la finalidad de minimizar los
procesos naturales de senescencia, las muestras deben ser
procesadas el mismo día de su recolección. Por cada planta,
con un sacabocado, obtener cuatro discos foliares de 5 mm de
diámetro, evitando las venas principales. A los discos foliares
se les aplicaran dos tratamientos distintos, utilizando dos
discos foliares en cada uno (ver más abajo en este protocolo).
En el caso de hojas aciculares, cortar fragmentos del tejido
fotosintéticamente activo que sumen un área foliar similar
a los disco de 5 mm de diámetro. Las muestras deben ser
enjuagadas durante 2 horas en agua destilada en un agitador.
Luego, secar dos discos (o su equivalente en fragmentos
de área foliar) y sumergirlos en un tubo Eppendorf con un
1 ml de agua destilada. Es importante que los discos estén
completamente sumergidos. Para cada tratamiento, preparar
tantas replicas como el número de plantas recolectadas (1
replica equivale a 2 tubos, en el cual, cada uno contiene 2
discos o su equivalente en fragmentos de hojas).
Mediciones
N. Pérez-Harguindeguy et al.
Aplicar los siguientes tratamientos, sin aclimatación
previa, a las dos muestras de disco o fragmentos de hojas en
los respectivos tubos: (1) tratamiento control:incubar a 20ºC
(o a temperatura ambiente, lo más estable que sea posible);
y (2) tratamiento de congelamiento: incubar a -8ºC (en un
congelador calibrado). Las incubaciones deberían realizar
durante 14 horas en completa oscuridad, para evitar alguna
reacción inducida por la luz.
Después de la incubación, dejar que las muestras
alcancen temperatura ambiente y medir la conductividad
de la solución. Para medir la conductividad se debe tomar
una muestra de la solución del tubo Eppendorf y colocarla
en un medidor de conductividad estándar, previamente
calibrado, como el Horiba C-172®. Luego, registrar la
conductividad de la solución. A continuación, sumergir los
tubos Eppendorf, de ambos tratamientos, en agua hirviendo
durante 15 minutos, con la finalidad de desnaturalizar
las membranas celulares y liberar todos los solutos en la
solución del tubo Eppendorf. Finalmente, volver a medir
la conductividad. Antes de la inmersión, perfore la tapa de
cada uno de los tubos Eppendorf, para que se pueda liberar
la presión durante la ebullición.
Cálculos:
1. Porcentaje de fuga de electrolitos (PEL): en cada una de
las plantas calcular, para el control y el tratamiento de
congelamiento:
PEL = (es / et) × 100
Donde es, es la conductividad de una muestra
inmediatamente después del tratamiento y, et es la
conductividad después de hervir la muestra. Altos valores
de PEL indican una desnaturalización significativa de las
membranas y, por lo tanto, daño celular. Mientras mayor
sea PEL, mayor es la sensibilidad de las hojas medidas al
congelamiento.
2. PEL corregido: los valores de PEL del tratamiento
control pueden variar entre especies como consecuencia
de diferencias intrínsecas en la permeabilidad de las
membranas, la manipulación experimental y de las
lesiones celulares resultantes de la obtención de los
discos o los fragmentos de hojas. Para controlar estas
y otras posibles fuentes de error, a cada una de las
réplicas, se debe restar el PEL del tratamiento control
al tratamiento de congelamiento. De ahí que el PEL
corregido sea:
PEL corregido = PEL del tratamiento de
congelación – PEL del tratamiento control
Para el cálculo de la media, desvió estándar o error
estándar, de cada una de las especies, el PEL corregido
New handbook for measurement of plant traits obtenido de cada una de las plantas es considerado como una
unidad de observación estadística o replica.
Casos especiales o extras
(1) Aplicación a diferentes formas de vida o formas de
crecimiento: La técnica aquí descripta no es aplicable
a plantas halófitas y suculentas. Además, esta técnica
no necesariamente es aplicable a plantas deciduas o
hemicriptofitas, ya que sus adaptaciones para tolerar
las heladas se relacionan con la anatomía del leño
y la producción de botones foliares, más que con
adaptaciones de las hojas. En estos últimos casos?, la
fuga de electrolitos posiblemente podría ser evaluada
tomando secciones de los tallos, aunque la fiabilidad de
este método no ha sido todavía evaluada, hasta nuestro
conocimiento, como lo ha sido en hojas.
(2) Temporada de recolección. Debido a que existe una
aclimatación a las bajas temperaturas a medida que las
temperaturas descienden, es recomendable realizar la
recolección de las hojas cerca o al final de la temporada
de crecimiento.
(3) Aclimatación. La ocurrencia de aclimatación en
respuesta a heladas moderadas podría ser detectada
utilizando la técnica aquí descripta, con el tratamiento
a -8ºC, con hojas recolectadas en sucesivas fechas entre
verano y otoño.
(4) Sensibilidad a altas temperaturas. Para estimar la
sensibilidad a altas temperaturas inusualmente altas (ca.
40ºC), se puede usar la misma técnica básica, con una
modificación en el tratamiento con temperatura.
(5) Sensibilidad al frío. Ésta es una limitante fisiológica
con importancia ecológica en ambientes montañosos
de bajas latitudes, la cual podría ser detectada mediante
el uso de esta técnica con un pequeño ajuste de la
temperatura de tratamiento. Se recomienda realizar una
incubación durante 24hs o más, a alrededor de +5ºC,
por ej. en una heladera común. En su defecto, se podría
utilizar un baño de agua destilada (o agua de lluvia) a
0ºC, ya que esta técnica no congelaría realmente los
tejidos vegetales. Un tejido con sensibilidad al frío
liberaría electrolitos después de la incubación, mientras
que uno tolerante al frío no lo haría.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Levitt (1980); Blum (1988); Earnshaw et al. (1990); Gurvich
et al. (2002).
Más bibliografía sobre métodos: Earnshaw et al. (1990);
Gurvich et al. (2002).
3.15Potencial hídrico foliar como una medida del
estatus hídrico de la planta
Australian Journal of Botany
49
Frente a la escasez de agua en el suelo algunas especies
pueden toleran cierto grado de estrés hídrico de diferentes
maneras, evitándolo o tolerándolo. Por ejemplo, para evitar
o minimizar el estrés hídrico, las especies pueden dejar
caer sus hojas en los períodos de estrés, o pueden poseer un
enraizamiento profundo para retrasar la evolución del estrés
hídrico en sus tejidos, también pueden cerrar sus estomas y así
el agua almacenada en sus tejidos se pierde más lentamente
a través de la cutícula. Alternativamente, los tejidos pueden
tolerar una desecación fisiológica. El potencial hídrico foliar
(YL; unidades -MPa) es un indicador del estado hídrico de
la planta. , mientras más negativo sea el valor, mayor es la
desecación foliar.
Dado que las plantas pueden equilibrar su potencial
hídrico con el del suelo durante la noche, la medición
de potencial hídrico foliar antes del amanecer podría
representar el potencial hídrico del suelo, en la zona cercana
a la rizósfera. No obstante, algunos trabajos han demostrado
recientemente que existe un desequilibrio significativo entre
el potencial hídrico antes del amanecer y el potencial hídrico
del suelo. Algunos de los mecanismos involucrados en este
desequilibrio son: la transpiración nocturna, la cavitación del
xilema y la acumulación de osmolitos en las paredes celulares.
Debido a esto el potencial hídrico antes del amanecer podría
ser más negativo que el potencial hídrico del suelo y, por
ello solo debería ser utilizado como una aproximación a la
disponibilidad del agua en el suelo.
Durante el día, a medida que las plantas transpiran hacia
la atmosfera, el potencial hídrico foliar disminuye por debajo
del potencial hídrico del suelo. Durante la temporada seca, el
potencial hídrico foliar medido al mediodía es considerado
un buen indicador del grado de desecación que experimenta
una planta mientras mantiene su actividad normal. Por lo
tanto, el valor mínimo en el potencial hídrico que una planta
puede alcanzar (potencial hídrico mínimo), usualmente al
medio día, en la época del año más seca y calurosa, puede ser
utilizado como un indicador de la tolerancia al déficit hídrico
que una especie (o individuos y poblaciones) puede soportar
(asumiendo que las plantas están todavía sanas y no están
afectadas por la sequía).
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
En general, las mediciones del potencial hídrico foliar
mínimo deben ser realizadas al final de la temporada seca
y cálida en las especies perennifolias y en los ecosistemas
meditarráneos, en los que las lluvias son en invierno. En
los sistemas con lluvias estivales, el momento del año con
mayor estrés hídrico puede no ser obvio. Sin embargo, en los
ecosistemas, con lluvias en la temporada cálida, la época del
año en la cual, el estrés hídrico es máximo, puede no ser tan
obvio. En particular en estos últimos casos, la realización de
50
Australian Journal of Botany mediciones repetidas en distintas estaciones del año pueden
ayudar a encontrar el potencial hídrico foliar mínimo real
para distintas especies.
Dependiendo del tipo de bomba de presión utilizada (ver
más abajo en este mismo protocolo), se deberían recolectar
hojas o pequeñas ramas terminales con hojas. Las muestras
deberían ser recolectas al medio día y, como se ha indicado
previamente (ver 3.1.), de ramas o individuos ubicados al
sol. Antes de la recolección, las hojas deben estar expuestas a
sol directo, por lo menos durante 30 minutos (deben evitarse
los días nublados). Las muestras deben ser medidas en el
menor tiempo posible o, en su defecto, dentro de la media
hora luego de recolectar todas las muestras. En general,
no debería pasar más de un periodo de media hora entre la
primera muestra recolectada y la última medida. El número
de muestras a recolectar dependerá de las bombas de presión
disponibles. Las muestras deberían ser almacenadas dentro
de bolsas de plástico herméticas, dentro de las cuales uno
puede exhalar una bocanada de aire con la finalidad de
aumentar la humedad y el CO2; y de esta forma minimizar
la transpiración de las hojas o pequeñas ramas. Las muestras
almacenadas herméticamente en bolsas de plástico deberían
mantenerse refrigeradas y a la oscuridad (por ej. en una
heladera para picnic o en una heladera eléctrica portátil, con
aislación y con hielo).
Mediciones
La forma más simple de medir el potencial hídrico foliar
es utilizando una bomba de presión o bomba de Scholander
(ver diagrama de la Fig. 4). Este dispositivo consiste en
una cámara que contiene la presión, en la cual se introduce
la muestra (una hoja o una rama pequeña con hojas); un
manómetro o algún artefacto que mide la presión dentro
de la cámara y una fuente de presión (en general un tanque
de presión de nitrógeno) conectada a la cámara a través de
una válvula. En el mercado pueden conseguirse diferentes
modelos de este tipo de bombas.
Para realizar la medición, se coloca en la cámara una
hoja, o una pequeña rama con hojas, con el extremo por el
cual se cortó hacia el exterior, así ese extremo atraviesa la
tapa que sella la cámara de presión. Luego, se incrementa
en forma gradual la presión dentro de la cámara, desde el
tanque de nitrógeno. Cuando una gota de agua aparece en
el extremo por el cual se cortó la hoja, se alcanzó la presión
en equilibrio, la cual queda registrada en el manómetro.
Asumiendo que la presión osmótica es muy baja, la presión
en equilibrio representa el potencial hídrico que tenía la
planta al momento en que fue cortada la muestra. El potencial
hídrico foliar es expresado por convención con valores
negativos (multiplicar el valor de la presión en equilibrio
por -1) y en MPa (megapascales). El potencial hídrico foliar
N. Pérez-Harguindeguy et al.
Fig. 4. Medición de potencial de agua con una cámara de
presión. Se debe colocar una rama recién cortada (u hoja u hoja
compuesta) dentro de la cámar de presión. El extremo final debe
quedar afuera del sello (tapón de goma). Una vez que la cámara
ha sido herméticamente cerrada debe aplicarse presión de manera
gradual desde el cilindro de gas. Cuando la presión de la cámara
sea igual a la presión del xilema, aparecerá una gota de agua en
la superficie del corte de la rama. Asumiendo que el potencial
osmótico del xilema es muy bajo, el balance de presión representa
el potencial de agua en equilibrio para el material vegetal colocado
en la cámara.
mínimo que puede alcanzar una especie usualmente varía
entre 0 y -5 MPa, pero puede alcanzar valores más negativos
en ecosistemas áridos o semiáridos. Se debe tener extremo
cuidado cuando la cámara de presión es sometida a altas
presiones.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Hinckley et al. (1978); Ackerly (2004); Bucci et al. (2004);
Bhaskar and Ackerly (2006); Lenz et al. (2006); Jacobsen et
al. (2008); Bartlett et al. (2012).
Más bibliografía sobre métodos: Scholander (1966);
Turner (1988).
3.16Palatabilidad de hojas en función de la preferencia
por herbívoros modelo
A pesar de que existe una gran diversidad y complejidad
New handbook for measurement of plant traits de plantas, herbívoros, e interacciones entre éstos, se han
identificado algunos caracteres indicadores de la calidad
de las hojas que permiten predecir la preferencia por los
herbívoros generalistas. La palatabilidad de la hoja (de
acuerdo a la preferencia por los herbívoros) puede ser
vista como un integrador de varias de esas características
subyacentes a la calidad. Además, la palatabilidad de una
especia tiende a estar correlacionada entre especies con
la descomponibilidad de su material senescente, dado que
ambas propiedades se encuentran restringidas por factores
comunes (por ejemplo, los contenidos en nutrientes bajos,
alta concentración de lignina o de metabolitos secundarios).
Un método para cuantificarla palatabilidad de las hojas,
de acuerdo al modelo de preferencia por herbívoros, es la
realización de ensayos de cafetería en la que se permite
que herbívoros generalistas seleccionen y se alimenten
demuestras de hojas frescas de diferentes especies distribuidas
en posiciones aleatorias en un área de alimentación. Estos
experimentos pueden proporcionar información útil acerca
de la preferencia del herbívoro ante una amplia gama de
especies de plantas al mismo tiempo.
¿Qué y cómo colectarlo?
Las hojas deben seleccionarse y recolectarse de la
misma forma indicada para otros caracteres foliares (ver
Australian Journal of Botany
51
3.1.), preferentemente de al menos 10 individuos por
especie. Tenga en cuenta que todas las muestras deben ser
recogidas dentro de los dos días anteriores al ensayo, y ser
almacenadas bajo condiciones adecuadas de temperatura
y humedad. Si las diferentes especies crecen en diferentes
estaciones del año, entonces deberán realizarse por lo menos
dos ensayos de cafetería, asegurando que existan en ambos
ensayos especies comunes de calidades contrastantes, para
poder hacer una calibración entre los mismos.
Almacenado y procesamiento
Luego de recolectadas, las hojas se mantienen en bolsas
cerradas, a 4-5 ° C hasta su procesamiento. Una vez que
todo el material ha sido recogido, se cortan diez muestras
de 1 cm2 de superficie cada una (una muestra de hoja fresca
por individuo). En el área de alimentación (que puede
construirse, por ejemplo con poliestireno), las muestras
se colocan aleatoriamente, sujetándolas con alfileres, en
cada una de las cuadrículas numeradas, delimitadas por
una grilla (Fig. 5) previamente dibujada sobre el área de
alimentación (“cafetería”). En el caso de ensayos con
caracoles, la superficie de la cafetería debe cubrirse con
plástico transparente para que estos circulen mejor. Deben
evitarse las porciones de la hoja con nervaduras grandes, a
Fig. 5. Representación gráfica de un experiemento de cafetería (siguiendo el protocolo propuesto por Grime et al. 1996, Cornelissen
et al. 1999). Si los herbívoros modelo son caracoles, (a) el campo de trabajo (o arena) debe estar construido en poliestireno y (b) la grilla
numerada debe estar cubierta con plástico de manera que los caracoles se puedan desplazar más fácilmente sobre ese sustrato. (c) Cada
muestra de hoja debe estar pinchada mediante un alfiler a la grilla, evitando el contacto de la muestra de hoja con el plástico para que la
muestra no se descomponga.
52
Australian Journal of Botany menos que las hojas sean demasiado pequeñas como para
poder hacerlo. Para hojas estrechas, se puede lograr un área
equivalente a 1 cm2 cortando fragmentos de 10mm de largo
y agrupándolos en forma de estrella. Cuando las hojas o
folíolos son muy pequeños, también puede ocurrir que se
necesite agrupar varios fragmentos, procurando una mínima
superposición entre ellos, hasta aproximarse a 1 cm2. En el
caso de especies suculentas o áfilas, se utiliza como análogo
a la hoja un fragmento de 1 cm2 de la epidermis y el mesófilo
adyacente (tejido fotosintético relativamente joven). Durante
la preparación de todas las muestras, asegúrese de mantener
las hojas cortadas en un ambiente saturado de agua (por
ejemplo, bolsas de plástico que contienen en su interior una
toalla de papel humedecida) para preservar la turgencia de
las hojas. Se pueden incluir en el experimento muestras
adicionales de un material conocido, como lechuga o acelga
para consumo humano, muy palatables para algunos de los
herbívoros utilizados en estas cafeterías (caracoles, babosas,
langostas), a los fines de probar el comportamiento animal.
Si los animales no consumen estos materiales conocidos o los
animales o las condiciones de alimentación no son adecuadas.
Medición
Una vez que todas las muestras han sido ubicadas en
la cafetería, se colocan los herbívoros (aproximadamente 10
por cada 500 muestras de hojas) en una posición aleatoria
y la cafetería se tapa por encima (Fig. 5). La cafetería debe
estar cubierta con la tapa adecuada dependiendo del tipo de
herbívoro, para evitar escapes pero también para lograr un
ambiente adecuado. En el caso de utilizar caracoles (por
ejemplo Helix spp.) o babosas, debe tenerse en cuenta que
los mismos requieren un ambiente fresco, oscuro y húmedo
que estimule el consumo. Esto se logra pulverizando
la cafetería regularmente con agua, y tapándola con un
plástico oscuro u otro elemento opaco. Las langostas o
saltamontes, por su parte, necesitan un ambiente seco y
luminoso (en este caso, la tapa será una malla metálica o
plástica), mientras que los grillos requieren un ambiente seco
y oscuro. Después que se han colocado los herbívoros, el
consumo se mide por observación directa después de 4, 8,
y 12 horas, y posteriormente cada 12 h durante 3 días. El
porcentaje del área de la hoja consumido puede ser estimado
visualmente (con 2-10% de precisión por muestra) en base
a la forma y superficie inicial conocidas. El área real de la
hoja también puede ser medida con precisión (véase 3.1.)
antes y después del ensayo siempre que las muestras no se
hayan deteriorado durante el procedimiento. Para asegurarse
de que los herbívoros modelo no tienen experiencia previa
con las plantas incluidas en los ensayos (“memoria de
consumo”), los herbívoros deben ser criados (o recogidos
cuando jóvenes y mantenidos en cautiverio) sin exposición a
cualquiera de las plantas incluidas en los experimentos de la
cafetería. Esto y un período de ayuno de 48 horas previo al
N. Pérez-Harguindeguy et al.
ensayo (que promoverá el consumo durante el experimento)
son importantes a fin de evitar resultados sesgados.
Casos especiales o extras
(1) Pruebas de alimentación independientes. Se recomienda
evaluarla palatabilidad de las hojas en al menos dos
pruebas de cafetería independientes, utilizando diferentes
herbívoros modelo, a los fines de cubrir una gama más
amplia de preferencias por herbívoros generalistas.
Los caracoles son recomendados por sus hábitos
de alimentación generalista, pero consumen pocas
monocotiledóneas graminoides. Los saltamontes y
grillos, por su parte, son mejores en discriminar entre las
cualidades de la hoja dentro del grupo de las gramíneas.
En lugar de seleccionar un único tiempo para la toma de
datos de consumo, son recomendables varias mediciones
de consumo en tiempos diferentes, para así poder analizar
y comparar una primera elección y las opciones sucesivas.
Los valores de consumo de área foliarse pueden
transformar en valores de biomasa de hojas sise incluye
en los cálculos al área foliar específica (ver3.1.).
(2) Palatabilidad vs. accesibilidad. Los experimentos
pueden ser diseñados para evaluar la palatabilidad vs. la
accesibilidad siguiendo el mismo fundamento teórico en el
que se basa prueba de palatabilidad. Por ejemplo, pueden
ofrecerse ramas enteras, con y sin espinas, a diferentes
animales (en este caso los herbívoros modelo deben ser
más grandes que los caracoles o saltamontes) y registrar
cuánta biomasa se consume por unidad de tiempo.
Referencias sobre teoría, significancia y bases de datos:
Grime et al. (1970); Southwood et al. (1986); Coley (1987);
Grime et al. (1996); Hartley and Jones (1997); Cornelissen
et al. (1999); Singer (2000).
Más sobre métodos: Perez Harguindeguy et al. (2003).
3.17 Descomponibilidad de broza
Las distintas especies de plantas ejercen un fuerte control
sobre las tasas de descomposición a través de los efectos
post-mortem de los atributos de sus módulos vivos (ya sean
hojas, ramas, troncos o raíces) sobre la calidad de la broza
(material senescente) que es producida. Así, los cambios en la
composición de especies de plantas, producto de los factores
de cambio global, uso de la tierra o resultantes de la sucesión,
tienen el potencial de afectar las tasas de descomposición a
nivel ecosistémico y a su vez producir retroalimentaciones en
el clima mediante la liberación de CO2. Una forma de estimar
los efectos de las especies en las tasas de descomposición es
la evaluación de la pérdida de masa de la broza de diferentes
especies incubadas bajo las mismas condiciones, de manera
simultánea en los llamados jardines comunes o camas de
descomposición. La descomponibilidad especie-específica
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits derivada de esas incubaciones integra diferentes caracteres
estructurales y químicos de la hoja (o módulo) debido a que
la descomponibilidad es una expresión de la calidad del
material vegetal como sustrato para los microorganismos.
Así, la descomponibilidad está usualmente relacionada con
el contenido de materia seca foliar, con la dureza de la hoja,
así como con los contenidos de N y lignina; en algunos
estudios también está relacionada con el AFE, el pH foliar, el
contenido de taninos, P y cationes.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
En este protocolo nos enfocaremos en broza foliar
(hojarasca) pero el mismo puede ser aplicado a otras partes
de la planta (ver Casos especiales o extras de esta sección). La
hojarasca, o material vegetal senescente, debe ser recolectado
fresco, en el campo, de plantas maduras. En las especies
que desprenden sus hojas senescentes puede ser colectado
directamente del suelo, si pasaron pocos días de su caída o
colocando una tela o red bajo el árbol o rama y agitando el
mismo suavemente hasta que las hojas se desprendan, o en el
caso de algunas hojas simplemente tocando la hoja que está por
caer. Es importante asegurarse de que no quede suele mezclado
entre las hojas recogidas. En las especies que retienen sus hojas
y o que mueren completamente sobre el suelo se cortan las
hojas que se considera están muertas recientemente y que no
se han empezado a descomponer aún. En particular en algunas
especies deciduas, esas hojas recientemente muertas suelen
poseer colores otoñales brillantes. Los pecíolos y raquis de las
hojas compuestas que caen como un componente integral de la
broza foliar deben ser también recolectados y procesados como
tales (pero ver la discusión al respecto en la sección 3.1.). En
especies áfilas, donde la rama entera funciona como unidad
fotosintética análoga a la hoja y también envejece como una
unidad, esas unidades deben ser recolectadas como equivalentes
a broza foliar. En las hojas grandes que mueren de manera
muy gradual empezando por el extremo más externo y hacia el
interior de la corona (como en muchas monocotiledóneas), se
deben recolectar las hojas en las cuales la mitad de la lámina
esté en la fase de senescencia correcta, es decir completamente
muerte sin evidencias de descomposición. En las especies
en las que sus hojas mueren secuencialmente en cohortes,
recomendamos recolectar la broza en sucesivas veces de la
misma planta, para obtener una muestra más representativa
de la misma.
Almacenamiento y procesamiento
La broza recolectada en el campo debe ser almacenada
en bolsas de papel abiertas para su secado al aire hasta que
alcancen un equilibrio de humedad. Para preservar mejor
sus características, la broza nunca debe ser secada a altas
temperaturas (i.e. >40°C). Una vez que fue secada al aire, la
broza puede ser almacenada en las mismas bolsas de papel,
53
por varios meses, siempre que las condiciones ambientales
sean relativamente secas y manteniéndolas alejadas del sol.
Para cada especie debe tomarse una submuestra del material
secado al aire que será pesada, secada en estufa por 48 h (a
60°C) y pesada nuevamente para calcular el contenido de
agua de las muestras secadas al aire y luego restarlo a los
pesos de las muestras secadas al aire cuando se armen las
bolsitas de broza. Si bien no existen reglas fijas en cuanto
al tamaño de las bolsitas de broza, el tipo o la apertura de
la malla utilizada, las mismas deben ser realizadas en un
material no degradable, inerte y flexible. Típicamente, las
medidas son de 10 × 10 cm o de 20 × 20 cm, en malla de fibra
de vidrio o poliéster. El tamaño de las bolsitas dependerá
de los materiales en estudio, pero es importante estandarizar
la manera de empaquetar la hojarasca dentro de las bolsas,
sobre todo si las hojas de las distintas especies poseen
morfologías diferentes. En general, se usan bolsitas de malla
más fina cuando alguna o algunas de las especies que se van
a comparar poseen hojas muy pequeñas o delgadas. Hay que
tener en cuenta que el uso de mallas más gruesas permite
el acceso a un grupo más amplio de descomponedores,
y tendrá menos efecto en el microclima de la bolsita.
En cualquier caso, puede ser útil la comparación de los
patrones de descomposición de los mismos materiales en
bolsitas de diferente malla para calibrar entre ellas. Todas
las bolsitas de hojarasca de un jardín común deben tener
la misma cantidad inicial de material (típicamente 1 o 5g,
dependiendo del ambiente y las especies estudiadas). Si las
hojas son muy grandes, en comparación con las de otras
especies que se compararán, puede ser necesario cortarlas
en porciones similares a las de las otras especies del estudio
(incluyendo porciones representativas de venas y pecíolos),
para que no existan variaciones demasiado significativas en
el tamaño de las bolsitas dentro de un mismo experimento.
En el caso de las hojas de las monocotiledóneas, que suelen
ser largas y flexibles, se pueden doblar o también cortar en
segmentos. Si las especies estudiadas son muy diferentes y
no se puede homogeneizar la cantidad inicial de material, es
recomendable incubar especies de referencia con dos o tres
cantidades iniciales de material para calibrar y poder hacer
comparaciones posteriores entre especies. Es importante que
las hojas no se rompan durante la manipulación y el llenado
de las bolsitas. Para evitar roturas se pueden llenar las bolsas
usando un embudo (de plástico o simplemente de papel)
inserto en la bolsita. Una vez llenas, las bolsitas pueden ser
selladas con pegamento o con un sellador de calor, pueden
ser cosidas con hilo de nylon, o pueden ser engrampadas con
grampas inoxidables. Dentro de las bolsitas, o firmemente
adherido por fuera, debe colocarse una etiqueta resistente
(usualmente plástica) con el código que indica la muestra.
Mediciones
Una vez preparadas, las bolsitas de broza son incubadas
en una cama de descomposición especialmente preparada al
54
Australian Journal of Botany aire libre. Las camas de descomposición pueden ser desde
un cuadrado más o menos homogéneo en el campo, limpio
de vegetación y broza con las bolsitas colocadas encima,
hasta una construcción más compleja de madera o cuadrados
plásticos (con drenaje natural) llena con suelo cuidadosamente
mezclado con broza estándar o una combinación de varias
especies y cubierta con la misma mezcla de broza (Fig. 6).
Dependiendo del tipo de estudio, la composición de la mezcla
de suelo y broza puede involucrar una o varias comunidades
y sitios; mientras que una mezcla más estandarizada que
incluya no solo comunidades locales puede ser necesaria
para algunos propósitos (ver más abajo dentro del mismo
protocolo). En cualquier caso, la composición del material
con el que se asientan y/o se cubren las bolsitas deberá ser
homogéneo en toda la cama de descomposición para no
causar diferencias microambientales importantes. Para tener
N. Pérez-Harguindeguy et al.
en consideración posibles diferencias microambientales,
en particular en camas de descomposición muy grandes, se
recomienda dividir la misma en bloques estadísticos iguales,
en cada uno de los cuales se colocará una réplica de la especie
en una posición al azar dentro del bloque. Las bolsitas de
broza suelen ser incubadas uno o dos cm bajo la hojarasca
mezclada que cubre la cama de descomposición para reducir
la heterogeneidad en la dinámica de la humedad entre las
muestras. Se pueden agregar algunas muestras adicionales
que serán colocadas en la cama de descomposición y retiradas
ni bien termine la instalación de la misma, para pesarlas
y controlar por lo que pudieran ser pérdidas de material o
ingreso de suelo en las bolsitas durante la manipulación. Al
instalar la cama de descomposición, está puede ser rociada
con agua desmineralizada o con agua de lluvia para llevar
las muestras a capacidad de campo más rápidamente. Para
Fig. 6. Cama de descomposición y limpieza de las bolsas de broza. Se muestran imágenes de; (a) cama de descomposición cubierta de
bolsas de broza; (b) bolsas de broza colocadas en la cama de descomposición y cubiertas con mezclas naturales de broza y protegidas con
una malla metálica; y (c) limpieza de las bolsas de broza con cepillo.
New handbook for measurement of plant traits evitar roturas en la cama de descomposición y pérdida de
bolsitas, se puede colocar una malla de nylon o metal de 3 a
5 cm de apertura sobre la cama y así protegerla de la acción
de mamíferos y aves. Para tener una medida de la cantidad
de material externo que entra en las bolsitas durante la
incubación, se pueden colocar algunas extra, y dejarlas durante
todo el período de incubación, conteniendo un fragmento de
plástico que represente las hojas. Las fechas y cronograma
de recolección de las muestras variarán, en primer lugar de
acuerdo a las condiciones climáticas y microclimáticas que
determinarán las tasas de descomposición promedio en el
área de estudio, y en segundo lugar en virtud de la calidad
de la broza incubada. En ambientes tropicales húmedos la
mayor parte de la broza llegará a perder el 90% de su masa
en 2 meses o menos, mientras que en ambientes fríos o
áridos es posible que en 2 años recién se alcance una pérdida
del 50% de la masa inicial aún si se considerara la misma
calidad de broza. Generalmente 2 fechas de recolección
de bolsitas son suficientes para evaluar la consistencia de
las clasificaciones (rankings) de descomponibilidad de
las especies en el tiempo, mientras que 5 o más fechas de
recolección permitirán además evaluar al dinámica de la
descomposición. Luego de la recolección, las muestras
deben ser lavadas y procesadas directamente, de lo contrario
almacenadas en congelador hasta su procesamiento. Las
muestras recolectadas luego de la incubación deben ser
limpiadas lo más exhaustivamente posible de suelo, fauna
y otros materiales externos que puedan haber quedado
adheridos a la broza en descomposición, por ejemplo con
pinzas o pequeños pinceles (Fig. 6). Ya limpias, las muestras
de broza descompuesta deben ser secadas en horno por
48 h a 60oC y luego pesadas. La tasa de descomposición
puede definirse como el porcentaje de pérdida de biomasa
luego del período de incubación, o como k (con3stante de
descomposición) derivada de una curva exponencial teórica
de pérdida de biomasa sobre el tiempo, involucrando más de
una recolección:
k = −Ln (Mt / M0) / t,
Donde k= constante de tasa de descomposición (año−1),
M0 = masa de broza en el tiempo 0, Mt = masa de broza en el
tiempo t, y t = tiempo de incubación (años).
Calibración entre estudios
Una desventaja del método de camas de descomposición
es que el clima, microambiente y períodos de descomposición
varían entre estudios. Una opción cuando se trabaja con
broza de distintos lugares, es la construcción de una única
cama de descomposición que centralice todas las muestras y
las incube simultáneamente. Aún mejor podría ser, si deben
realizarse sucesivas camas de descomposición, establecer
ciertas condiciones ambientales estándar o comunes a todas
Australian Journal of Botany
55
ellas, por ejemplo realizándolas en un ambiente relativamente
controlado en invernadero. Sin embargo, esto no siempre es
posible. Si deben hacerse incubaciones en distintos lugares
con distintos grupos de especies, una alternativa es incluir en
todas las camas de incubación algunos materiales comunes
o estándar que pueden servir para comparar los patrones
encontrados en distintas camas, o hacer luego una cama que
incluya algunas muestras de algunas de las especies incluidas
en las anteriores para calibrar las camas entre sí.
Casos especiales o extras
(1) Microcosmos. Aunque la mayoría de las camas de
descomposición se hacen bajo condiciones de campo,
las bolsitas de broza también pueden ser incubadas en
microcosmos para evaluar particularmente el efecto
del suelo, la fauna del suelo o la broza, o los lixiviados
asociados a la descomposición, etc. Al igual que en los
experimentos de jardín común, las muestras de broza
incubadas en los microcosmos serán recolectadas
a intervalos de tiempo seleccionados en base a los
objetivos del estudio, las características de la broza y las
condiciones de los microcosmos. El material incubado
(broza descompuesta) puede ser luego analizado para
determinar no solo su pérdida de masa sino también
los cambios químicos producidos en esa broza y la
colonización por distintos descomponedores.
(2) Contaminación. Cuando la contaminación de las
muestras de broza con arena o arcilla es alta, aún
después de haber extraído los materiales exógenos más
evidentes, puede ser necesario secar la muestra, y luego
volver a limpiar los restos de arena y arcilla. Si aun
así la muestra estuviera contaminada, será necesario
calcinar las muestras por 4 h a 450ºC en una mufla
y luego expresar la masa perdida sobre el material
libre de cenizas (%) de la masa inicial y final (este
procedimiento no es apropiado para suelos con
mucha materia orgánica).
(3) Fotodegradación. Debe tenerse en cuenta que en
algunos ambientes áridos y ventosos, con gran
irradiación, la pérdida de masa por fotodegradación
o abrasión (adicionalmente a la descomposición
microbiana) puede ser muy importante y podría
afectar las clasificaciones de las especies en base a
su descomponibilidad en condiciones de incubación
no expuestas (bajo una capa de broza). A su vez,
puede ser interesante evaluar la fotodegradabilidad
de diferentes especies y compararla con la
descomponibilidad causada por microorganismos.
(4) La descomponibilidad de otros órganos (raíces y
ramas), y la magnitud en la que está coordinada su
descomponibilidad con la de las hojas pueden ser
56
Australian Journal of Botany preguntas de relevancia ecológica. Existen nuevos
métodos para incluir residuos leñosos de distintos
tamaño en experimentos de descomposición en
jardín común.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Cornelissen (1996); Cadisch and Giller (1997); Cornelissen
et al. (1999, 2007); Garnier et al. (2004); Austin and Vivanco
(2006); Parton et al. (2007); Adair et al. (2008); Cornwell et
al. (2008); Fortunel et al. (2009); Freschet et al. (2012).
Más bibliografía sobre métodos: Taylor and Parkinson
(1988); Cornelissen (1996); Robertson et al. (1999); Graça et
al. (2005); Berg and Laskowski (2006); Freschet et al. (2012).
4 Caracteres de tallo
4.1 Densidad específica del tallo
La densidad específica del tallo (DET, o SSD por sus siglas
en inglés; mg mm-3 o kg dm-3) es el peso seco (a 70 °C por 72
h, pero ver Casos especiales o extras al final de la presente
sección) de una sección del tallo principal de una planta,
dividido por el volumen verde (fresco) de esa misma sección.
La densidad específica de tallo puede usarse como sinónimo
de “densidad del tallo” a secas. La densidad específica
de tallo puede medirse en especies herbáceas e incluye la
corteza (es decir, el floema secundario y el súber o corcho
cuando están presentes), que en algunos casos representa
una significativa proporción de la estructura del tallo (ver
Casos especiales o extras al final de la presente sección).
La densidad de leño, en cambio, solo puede ser medida en
especies leñosas y excluye la corteza (ver Casos especiales o
extras al final de la presente sección).
La DET es como un carácter funcional central dada su
importancia en cuanto la estabilidad, defensa, arquitectura,
características hidráulicas, absorción de C y potencial de
crecimiento de las plantas. Así, la densidad del tallo es
fundamental en el compromiso funcional entre supervivencia
y crecimiento de las plantas. Una baja densidad de tallo (la
presencia de vasos de conducción grandes) permite un rápido
crecimiento a un bajo costo de construcción volumétrico y
con una gran capacidad hidráulica. Por su parte, una alta
densidad de tallo (la presencia de vasos de conducción
pequeños) se asocia a una mayor a una mayor supervivencia
debido a que permite una mayor seguridad hidráulica y
biomecánica, resistencia frente a patógenos, herbívoros o
daño físico. Al mismo tiempo, y en combinación con otros
caracteres asociados al tamaño de la planta, la densidad
de tallo tiene un rol esencial en la acumulación de C en la
biomasa vegetal.
N. Pérez-Harguindeguy et al.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Las plantas seleccionadas para realizar las mediciones
de densidad de tallo deben ser individuos adultos sanos,
siguiendo las sugerencias detalladas previamente (Sección
1). La decisión entre medir densidad de tallo o de leño
dependerá de los objetivos de cada estudio particular (ver
Casos especiales o extras al final de la presente sección).
Para la medición de la densidad de tallo, se debe remover
sólo la corteza que se desprenda fácilmente (corteza suelta
y funcionalmente separada del tallo) (ver Sección 4.3). La
densidad de leño puede aumentar, disminuir o mantenerse
constante desde la médula hasta la corteza (dependiendo de
la especie), por lo que una muestra representativa debe incluir
todos los tejidos del tallo. La densidad de tallo es mayor en
el punto de inserción de las ramificaciones (debido a que los
vasos se estrechan en este punto), y menor en las ramas y
en la corteza externa (que incluye más espacios con aire y
súber). Este gradiente de densidad de tallo tiene importantes
implicancias en el procedimiento de muestreo. Para obtener
una muestra sobre la que se medirá DET, recomendamos
extraer una sección transversal completa del tallo principal,
o en el caso de árboles muy grandes, una sección transversal
triangular con su extremo más agudo hacia el centro del tallo
(similar a una porción de pizza), que represente ~1/8 del área
total. Para especies herbáceas o especies leñosas con tallos
principales muy delgados (< 6 cm diámetro), recomendamos
proceder cortando con un cuchillo o sierra una sección de
aproximadamente 10 cm de alto cerca de la base del tallo
(entre los 10 y los 40 cm de altura desde el suelo). De ser
posible, se debe seleccionar una sección del tallo principal que
sea regular y sin ramificaciones, o quitar las ramificaciones
de esta porción del tallo antes de extraer la muestra. Para
plantas leñosas o suculentas con > 6 cm de diámetro cortar
una sección similar a una porción de pizza de un espesor
de 2-10 cm a una altura del tronco correspondiente a 1.3
m desde el nivel del suelo (altura del pecho). Las muestras
obtenidas en especies de madera dura puede ser almacenadas
en una bolsa de plástico sellada (preferentemente en frío)
hasta el momento de la medición. Las muestras obtenidas
de especies herbáceas o de madera blanda pueden ser más
vulnerables a la desecación y consecuente reducción de
tamaño, por lo que deben ser envueltas en un paño de papel
húmedo dentro de bolsas de plástico (y también almacenadas
en frío) hasta el momento de la medición.
Mediciones
El volumen del tallo puede ser determinado, al menos, a
través de dos procedimientos distintos:
New handbook for measurement of plant traits (1) Método de desplazamiento de agua. Este procedimiento
permite medir el volumen de muestras irregulares cuyo
volumen no puede ser estimado de forma precisa a
través del método dimensional descripto más abajo. El
procedimiento consiste en llenar casi completamente
con agua destilada un tubo graduado o vaso de
precipitación lo suficientemente grande como para
sumergir la muestra completamente (tener precaución
de que el nivel del agua sea tal que al sumergir la
muestra el agua no se derrame fuera del tubo). Ubicar
el tubo con agua sobre la balanza y tarar. La muestra
de tallo es sumergida completamente en el agua con la
ayuda de una aguja o pinza, teniendo especial cuidado
de no tocar los lados o el fondo del tubo que contiene
la muestra, ya que de esto puede causar variaciones
de peso en el registro de la balanza. Al sumergir la
muestra, el nivel de agua aumenta incrementando el
peso que está siendo registrado por la balanza (el peso
del agua desplazada), que equivale al volumen de la
muestra en cm3 (ya que el agua tiene una densidad de 1
g cm-3). El peso registrado en la balanza (el volumen de
la muestra) debe ser rápidamente leído por el usuario.
Es preciso reemplazar el agua y volver a tarar luego de
cada medida.
(2) Medidas de las dimensiones (método dimensional). El
volumen de una muestra cilíndrica puede ser simplemente
determinada a través de la medición de la longitud
(L) y diámetro (D) en uno o más puntos a lo largo de la
muestra, utilizando calibres. Si el tallo es muy delgado, la
determinación del diámetro puede hacerse sobre un corte
transversal bajo microscopio, utilizando un micrómetro
ocular calibrado.
El volumen (V) del cilindro puede entonces ser calculado
como:
V= (0.5D)2 × π × L
En el caso de especies con tallos huecos (p.e., juveniles
de Cecropia o algunas especies de bambú), el procedimiento
consiste en estimar el diámetro del hueco y sustraer su área
transversal del área transversal del tallo antes de multiplicar
por L. Este método puede ser aplicado a muestras que
tienen diferentes formas geométricas definidas. Luego de
las mediciones de volumen (por cualquiera de los métodos
descriptos previamente) la muestra es secada en estufa.
Además de contener agua libre, los tallos también contienen
agua inmovilizada en los tejidos, que sólo puede ser removida
secando las muestras a más de 100 °C. Las muestras deben ser
secadas en un horno con buena ventilación a 101-105 °C por
24-72 h o hasta peso constante (si son muestras pequeñas).
Las muestras grandes pueden requerir más tiempo de secado.
Australian Journal of Botany
57
Otros métodos forestales útiles
En estudios de ecología forestal, es frecuente el uso de
barrenos para la obtención de muestras de leño. Las muestras
de madera son extraídas del centro del tronco principal,
excluyendo la corteza. La muestra obtenida usando este
procedimiento puede no ser perfectamente representativa
de la densidad del tallo como un todo. Sin embargo, la
diferencia de la estimación de la densidad utilizando un
sector, o una sección completa del tallo es frecuentemente
muy pequeña. Los barrenos de diámetros mayores (12mm)
son mejores debido a que causan una menor compactación
del tejido leñoso. La extracción de muestras utilizando
este procedimiento se realiza frecuentemente a una altura
del tronco de 1,3 m desde el suelo (“altura del pecho”).
Luego que la muestra es extraída, puede ser almacenada
en una pajita plástica de beber con sus extremos sellados
para evitar la pérdida de agua. En la industria maderera, el
término ‘densidad de leño’ es usado cuando la estimación
es realizada a un contenido de humedad del 20%, siendo
en tal caso reportada como ‘peso secado al aire’ (PSA) (un
nombre incorrecto en realidad debido a que densidad no es
equivalente a peso sino a peso/volumen). DET tal y como
se describe en el presente protocolo es equivalente a la
denominación de ‘peso secado en horno’ (PSH). PSA puede
ser transformado en PSH usando la siguiente fórmula:
PSH =0,800 PSA + 0.0134 (R2 = 0,99)
Esta fórmula sólo puede ser usada para corregir
densidades pero no pesos. Se considera que los valores de
PSH, medidos directamente u obtenidos de la conversión
a partir de PSA, pueden ser efectivamente usados como
equivalentes a DET. Estos valores ignoran la contribución de
la corteza a la densidad de leño; sin embargo, debido que la
corteza usualmente representa una muy baja proporción de
la masa del tronco de un árbol, es probable que este error sea
pequeño, excepto en los casos descriptos más abajo.
Casos especiales o extras
(1) Secado al horno y densidad específica de leño. Debido
a que el tejido leñoso se compone principalmente de
celulosa y lignina, contiene una gran proporción de agua
inmovilizada y sólo pequeñas cantidades proporcionales
de compuestos de bajo peso molecular. Es por ello que
muchos científicos y forestales secan las muestras a
100 °C – 110 °C antes de determinar tanto peso como
volumen de leño. Luego de ese secado la relación entre
peso y volumen se expresa como densidad específica de
leño.
(2) Tallos agujereados. En algunas especies, existen huecos
muy grandes en el tallo que son considerados como aire
58
Australian Journal of Botany o espacios con agua, y no pertenecen al tejido vegetal.
Aquellos espacios pequeños como el lumen de los vasos
del xilema y los espacios intercelulares sí constituyen
parte del tejido vegetal.
(3) Densidad de leño vs. densidad de tallo. En algunos
casos puede ser de utilidad obtener estimaciones
separadas para la madera y la corteza, ya que pueden
presentar diferencias en la composición química
y celular, las propiedades físicas y las funciones
biológicas. Muchos árboles y arbustos en sistemas de
sabana (y también algunas especies de sistemas áridos
como las Mediterráneas) tienen, por ejemplo, una
corteza muy gruesa de corcho (con una densidad muy
baja). Frecuentemente el volumen de dicha corteza
gruesa puede representar una importante proporción del
volumen total del tallo (hasta el 50% en algunos casos).
En estas especies, la mayoría del soporte estructural
está dado por la madera que es generalmente más densa
que la corteza, y en consecuencia, desde un punto de
vista meramente estructural, la densidad de la madera
en sí misma puede ser el parámetro más importante.
(4) Densidad del xilema. Algunos autores hacen la
distinción entre densidad de leño (densidad de leño
obtenida secando en horno muestras extraídas del tronco
principal incluyendo tanto duramen como albura) y
densidad de xilema o densidad de albura (medido en
las ramas terminales de diámetro pequeño (~1,5 cm).
La densidad de albura es usualmente propuesta como
un indicador de la arquitectura hidráulica de las plantas
leñosas que, a su vez, puede limitar la eficiencia
en términos de transpiración, intercambio de C y
crecimiento.
(5) Plantas que no presentan un tallo aéreo prominente
(plantas en roseta, pastos y juncos). Para medir la
densidad de tallo en estos casos, es conveniente usar
el tallo corto y condensado que se encuentra a nivel
del suelo y al cual están sujetas las hojas. En algunas
plantas, las hojas están unidas a un tallo subterráneo,
usualmente horizontal, que corresponde a una
modificación denominada rizoma (ver la sección 2.3).
Sobre este rizoma se puede estimar la densidad, aunque
no es un equivalente funcional del tallo aéreo en lo
que respecta al soporte mecánico de las hojas. Muchas
plantas en rosetas y graminoides con hojas basales,
producen inflorescencias aéreas con tallos a los que
es factible determinarles la densidad; sin embargo,
al igual que en los casos precedentes, este tallo no
es funcionalmente equivalente al soporte de hojas
fotosintéticamente activas que tienen las plantas con
tallo aéreo desarrollado (ver sección 2.3). Si la planta
no tiene un tallo reconocible con función de soporte
foliar, una categorización cualitativa de ‘sin tallo’
sea probablemente más conveniente para posteriores
análisis que adjudicar un valor de cero. Si la planta se
N. Pérez-Harguindeguy et al.
ramifica a nivel del suelo (por ejemplo en el caso de
muchos arbustos), seleccionar la rama principal, o una
al azar si todas son relativamente similares.
(6) Maderas muy densas. Cuando se extraen muestras de
árboles con una densidad muy alta, puede servir de
ayuda usar una cuerda alrededor del árbol y sujetarla
en el mango del barreno. Al girar el barreno durante la
extracción de la muestra, la cuerda se ajusta aumentando
la tensión y ayudando al barreno a penetrar en la madera
del árbol.
(7) Midiendo ramas distintas al tallo principal. En el caso
de que las muestras no puedan ser extraídas del tallo
principal del individuo, pueden usarse ramas de 1-2 cm
de diámetro para estimar la densidad. La densidad del
tallo principal parece ser, en promedio, igual a 1,411
x densidad de leño de la rama medida, aunque esta
relación puede variar entre especies y su uso puede
introducir algún error.
(8) Componentes del volumen del tallo (materiales de la
pared celular, agua, gas). Las fracciones volumétricas
del tallo asociadas a la pared celular, agua y gas (‘aire’)
pueden calcularse como se describe a continuación. La
fracción de volumen ocupada por el agua corresponde a
la diferencia de peso (g) de la muestra luego del secado,
dividida por el volumen original (cm3) de la muestra. La
fracción de volumen ocupada por el material asociado a
la pared celular equivale al cociente entre el peso seco:
volumen fresco, dividido por la densidad del material
asociado a la pared celular (1,53 g cm-3 para la pared
celular de la madera seca); si una parte importante de
la fracción del volumen de tallo es la corteza, usar este
valor puede introducir un error debido a que la densidad
de la pared celular de la corteza no es necesariamente
la misma que la de la madera. La fracción del volumen
original que corresponde a gas es simplemente 1 menos
las dos fracciones de volumen anteriores.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Putz et al. (1983); Loehle (1988); Reyes et al. (1992); Niklas
(1994); Gartner (1995); Santiago et al. (2004); Van Gelder et
al. (2006); Poorter et al. (2008); Chave et al. (2009); Patiño
et al. (2009); Anten and Schieving (2010).
Más bibliografía sobre métodos: Reyes et al. (1992);
Brown (1997); Gartner et al. (2004); Chave et al. (2005);
Swenson and Enquist (2008); Williamson and Wiemann
(2010).
4.2 Contenido de materia seca y tiempo de secado de
ramas terminales
El contenido de materia seca de las ramas terminales
(CMSRT) hace referencia al peso seco (en estufa) (mg) de
una rama terminal, dividida por su peso saturado de agua
(g), expresado en mg g-1. El tiempo de secado de una rama
New handbook for measurement of plant traits terminal se expresa en días transcurridos hasta lograr un peso
constante. El CMSRT es considerado un componente crítico
de la inflamabilidad potencial de las plantas, en particular,
se asocia a la conductividad del fuego luego de la ignición
(ver Sección 2.12). Se espera que las ramas terminales con
alto contenido de materia seca se sequen relativamente
rápido durante la estación seca en sistemas propensos a
incendios. El CMSRT muestra una correlación positiva con
la densidad específica o el contenido de materia seca del
tallo principal de las especies leñosas (ver Sección 4.1), y se
correlaciona negativamente con TCR (RGR por sus siglas en
inglés) potencial, aunque, a nuestro entender, esto no ha sido
explícitamente testeado todavía.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Recomendamos recolectar de una a tres ramas terminales
(aquellas que presentan el mayor orden de ramificación y la
menos clase diamétrica) expuestas al sol, de un mínimo de 5
plantas. Las ramas terminales (o sus secciones) deben tener
idealmente unos 20-30 cm de largo. Si la planta no tiene
ramas, tomar una sección del tallo principal; en ese caso,
el procedimiento puede ser combinado con el de DET (ver
Sección 4.1). Para aquellas ramas terminales muy finamente
ramificadas, puede considerarse a una rama central con
pequeñas ramificaciones que se deprenden de ella como una
misma unidad de medición.
Almacenamiento y procesamiento
Una vez recogidas, se deben envolver las ramas
terminales (incluyendo sus hojas asociadas) en un papel
húmedo y colocarlas en bolsas plásticas cerradas. Luego se
debe almacenar estas bolsas en una conservadora o heladera
(nunca en el freezer), hasta el momento del procesamiento
en el laboratorio. Si no existen posibilidades de tener una
conservadora en el campo y las temperaturas son altas,
entonces conviene almacenar las muestras en bolsas plásticas
sin humedecer, y luego seguir el procedimiento descripto a
continuación en el laboratorio.
Mediciones
Siguiendo el proceso de rehidratación (ver Sección
3.3), se remueven las hojas presentes y las ramas terminales
se secan suavemente con paños de papel con el objetivo
de remover cualquier rastro de agua superficial previo
a la medición del peso saturado de agua. Cada muestra
(consistente en 1-3 ramas terminales) se seca en una estufa
o habitación de secado a 40 °C y a una humedad relativa
del aire del 40% o menor. Luego se pesan las muestras cada
24 h. El tiempo de secado de las ramas terminales se define
como el número de días que lleva reducir a 95% el peso de la
muestra como resultado del proceso de secado (interpolando
Australian Journal of Botany
59
entre pesadas si es necesario). El 100% de pérdida de peso
corresponde a la pérdida final de peso, es decir cuando la
muestra secada llega a peso constante.
El CMSRT es definido (al igual que CMSF) como la masa
seca dividida por la masa saturada de agua. El peso seco final
obtenido a 40 °C no es considerado el peso seco real de la
rama debido a que a esta temperatura, el agua inmovilizada
dentro de la pared celular del material (y probablemente
también en sus proteínas) no ha sido totalmente removida
(ver Sección 4.1). Sin embargo, la elección de esta baja
temperatura en comparación con la temperatura usada en
el sección 4.1 es con el fin de obtener ramas terminales en
una condición de secado relativamente similar a la que se
obtiene durante el secado al exterior (al sol) en un tiempo
relativamente corto.
Casos especiales o extras
(1) Plantas herbáceas. Para especies de plantas herbáceas
el equivalente a CMSRT es el contenido de materia seca
del tallo, que puede ser medido exactamente igual que
CMSF pero usando el tallo principal de herbáceas o la
vaina de las hojas de pastos.
Referencias sobre la teoría, significado y bases de datos:
Bond and Van Wilgen (1996); Lavorel and Garnier (2002);
Shipley and Vu (2002).
Más bibliografía sobre métodos: Garnier et al. (2001b).
4.3 Espesor de la corteza (y calidad de corteza)
El espesor de la corteza se refiere a cuán ancha es la corteza en
mm. La corteza se define aquí como la parte del tallo externa
a la madera o xilema y que, por lo tanto, incluye al cambium
vascular. Una corteza gruesa permite aislar meristemas y
yemas primordiales de las temperaturas letales que alcanza
el fuego durante un incendio (aunque la efectividad de la
corteza dependerá de la intensidad y la duración del fuego, el
diámetro del tronco o rama, la posición de la yema primordial
dentro de la corteza o cambium y la calidad y humedad
de la corteza). Una corteza gruesa puede además proveer
protección a los tejidos vitales frente al ataque de patógenos,
herbívoros, heladas o sequías. En general, este carácter tiene
especial relevancia en árboles y arbustos grandes sujetos a
regímenes de fuego superficial. Hay que tener cuidado con
el hecho de que la estructura y bioquímica de la corteza (p.e.,
suberina en el corcho, lignina, taninos, otros fenoles, gomas,
resinas) son a menudo importantes componentes de defensa
de la corteza.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Las muestras deben ser recolectadas en plantas adultas
sanas como se indica previamente (ver Sección 1.1). Es
60
Australian Journal of Botany conveniente que el espesor de la corteza sea medido en un
mínimo de 5 individuos adultos y preferentemente en las
mismas muestras usadas para la determinación de DET
para minimizar la cantidad de plantas dañadas (ver Sección
4.1). Las mediciones deben realizarse en el tallo principal
cerca de la base, entre los 10 y 40 cm desde el suelo, ya
que es principalmente la altura asociada a la ocurrencia de
fuegos superficiales (pero ver Casos especiales o extras en
la presente Sección). Si se utilizan muestras distintas a las
usadas para determinar DET, cortar una nueva sección de la
corteza de al menos unos centímetros de ancho y largo. Evitar
agallas, espinas o cualquier otro tipo de protuberancias y
remover cualquier resto de corteza que ya esté desprendida.
La corteza, de acuerdo a la definición presentada aquí,
incluye todo lo externo a la madera (i.e., cambium vascular,
floema secundario, felodermis o córtex secundario, cambium
del corcho (súber) o corcho).
¿Cómo realizar las mediciones?
Para cada muestra o árbol, realizar 5 mediciones
al azar del espesor de la corteza con un calibre (o con
alguna herramienta específica de las usadas en las ciencias
forestales). De ser posible realizar estas mediciones con 0,1
mm de precisión. Para la medición en especies de corteza
agrietada ver Casos especiales o extras en la presente
Sección. Luego de realizadas las mediciones, estimar el
promedio de las mediciones por muestra. De esta manera, el
espesor de la corteza (mm) se calcula como la media de los
promedios para todas las muestras.
Casos especiales o extras
(1) Calidad de la corteza. Además del espesor de la corteza,
muchos otros componentes estructurales o químicos
pueden ser de interés particular (ver más arriba en
el presente Protocolo). Una medida sencilla pero
importante es la presencia (1) o ausencia (0) de gomas
o resinas (líquidas o viscosas) visibles en la corteza.
(2) Estructura de la corteza superficial (textura).
Permite determinar la captura y/o almacenamiento
de agua, nutrientes y materia orgánica. Se sugieren
aquí 5 categorías amplias (subjetivas), incluyendo
(1) textura lisa, (2) levemente texturada (amplitudes
de microrelieve dentro de los 0,5 mm), (3) textura
intermedia (amplitudes de 0,5 - 2 mm), (4) textura
gruesa (amplitudes de 2 - 5 mm) y (5) textura muy
gruesa (amplitudes > 5 mm). La textura de la corteza
puede ser medida separadamente sobre el tronco y
sobre pequeñas ramas o ramas terminales, ya que este
carácter puede presentar gran variación a lo largo de
las diferentes ramas y estar asociada a comunidades
epífitas diferentes.
N. Pérez-Harguindeguy et al.
(3) Cortezas agrietadas. En cada muestra, se deben tomar 5
medidas al azar del espesor máximo (fuera de la grieta)
y del espesor mínimo (dentro de la grieta). Luego
calcular el espesor de la corteza como el promedio entre
ellas.
(4) Alturas alternativas para las mediciones. En trabajos
forestales, el espesor de la corteza es típicamente medido
a la altura del pecho (como el DAP). Las mediciones
realizadas en la base del árbol, como se sugiere en el
presente protocolo, tiene algunas ventajas (asociadas a
la resistencia al fuego) y algunos problemas (a menudo
la base del árbol está deformada). Una alternativa
plausible puede ser realizar esta medición a unos ~5060 cm desde el nivel del suelo. De cualquier manera el
espesor de corteza a 50 cm del suelo está fuertemente
asociado al grosos de corteza a la altura del pecho.
(5) Corteza decorticada. Aquella corteza que se desprende
fácilmente del árbol (sin unión funcional al tronco) es
usualmente considerada como parte de la broza, por
lo que no es incluida en las mediciones de espesor de
corteza (sin embargo, dependiendo de los objetivos
particulares, puede incluirse en la medición).
(6) Inversión en corteza. Una medida complementaria
a las mediciones de espesor de corteza puede ser el
diámetro del tallo, ya que puede ser útil para comparar
la inversión de corteza entre especies (dividiendo el
espesor de la corteza por el radio del tallo).
Referencias sobre la teoría, significando y bases de
datos: Jackson et al. (1999); Brando et al. (2012).
4.4 Conductividad del xilema
El transporte del agua desde el suelo hasta las hojas es un
proceso indispensable para el buen funcionamiento de
las plantas terrestres. Al remplazar el agua perdida por la
transpiración, el transporte del agua previene que se alcancen
potenciales hídricos negativos que son perjudiciales para el
desarrollo, permitiendo que la fotosíntesis no se detenga.
La eficiencia del transporte del agua en una especie puede
ser cuantificada a través de la conductividad hidráulica
específica del tallo (KS), la cual representa el flujo de agua
por unidad de área de una sección transversal del xilema
por unidad de presión (kg m-1 s-1 MPa-1). También puede
ser cuantificado, a través de la conductividad hidráulica
específica foliar (KL), la cual representa el flujo de agua
que suministra a una superficie foliar dada a una presión en
particular (kg m-1 s-1 MPa-1). KL representa la conductividad
de una rama en relación a la demanda de transpiración del
follaje de esa misma rama. KL se iguala KS si se la divide
por la proporción entre el área foliar y el área de conducción
(ver 2.8.). El xilema hace referencia al tejido de conducción
del leño, que en leñosas equivale a la albura (sapwood). La
New handbook for measurement of plant traits KS es una función del número y diámetro de los vasos del
xilema, del grado de interconexión entre ellos mediante las
puntuaciones de las paredes celulares de los miembros de
vasos. La conductividad de un elemento del xilema (vaso)
aumenta a la cuarta potencia del diámetro del mismo. Este
incremento puede ser modelado aplicando la ley Poiseuille
que permite determinar el flujo laminar de un líquido en un
tubo cilíndrico.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Es conveniente realizar las mediciones en el laboratorio,
utilizando ramas recolectadas en el campo, las cuales deben
ser conservadas en ambientes frescos y con el extremo donde
fueron cortadas sumergidos en el agua hasta su procesamiento.
Las ramas recolectadas deberán tener una longitud mayor a
los vasos de conducción de mayor longitud, de manera que la
medición de conductividad incluya la resistencia de un vaso
de conducción y sus miembros de vasos. Se ha observado que
existe un amplio rango de variación en la longitud de los vasos
de conducción entre especies. Por ejemplo las gimnospermas
exhiben traqueidas de longitud pequeña (usualmente menor a
1 cm de longitud), mientras que en angiospermas, la longitud
de los vasos de conducción puede alcanzar más de un metro
de longitud (aunque usualmente alcanzan entre 10-30 cm,
ver Casos especiales o extras (i) más abajo). En general, se
utilizan segmentos de unos 30 cm de longitud. La KS suele
disminuir a medida que nos acercamos a las hojas debido
a que se produce un empaquetamiento y una reducción
del número y el tamaño de los vasos de conducción. En la
mayoría de los casos, las mediciones son realizadas en ramas
recolectadas en la periferia del dosel y, por ello, se considera
que representan al segmento con la menor conductividad de
todo el sistema de transporte del agua.
Mediciones
Los métodos aquí descriptos han sido desarrollados en
gran medida para estudiar los leños de plantas leñosas, por
lo cual son los más simples. Sin embargo, existen métodos
análogos para estudiar plantas herbáceas, hojas y raíces. Para
realizar las mediciones de la conductividad del xilema, se
han desarrollado algunos aparatos sofisticados, pero también
se han construido sistemas simples a partir de equipamiento
de laboratorio ordinario. Un método sencillo consiste en
aplicar una presión conocida para que una solución de 10
mM de KCl (realizada con agua filtrada y desgasificada)
pase a través de un leño con un área de sección transversal
conocida y en lo posible sin ramificaciones (aunque si las
tuviera pueden ser cortadas y selladas por ej. con parafina).
En el extremo distal del segmento debe haber un recipiente
que colecte el agua que atraviesa el leño y, después de un
intervalo de tiempo conocido, se debe determinar cuál es
Australian Journal of Botany
61
el volumen de esa agua recolectada. La conductividad es
calculada como:
KS = J × L×A-1×DY-1
Donde J es la tasa de flujo de agua a través del leño (kg
s-1), L es la longitud del segmento (m), A es el área de la
sección transversal media del xilema del leño (una primera
aproximación puede ser el promedio de las áreas de los dos
extremos del segmento), DY es la diferencia de presión
(MPa) entre los dos segmentos extremos del segmento
de leño. En el caso de que el segmento sea mantenido en
posición vertical durante las mediciones, su longitud (en
metros) dividida por 10 debería ser agregada a la presión
aplicada (MPa), pero no si el segmento de leño está en
posición horizontal. El KS generalmente se reporta en kg
m-1 s-1 MPa-1.Al tomar mediciones en segmentos de ramas
terminales o subterminales se puede asumir que A es toda
el área de la sección transversal del xilema, es decir, todo el
xilema es conductor. No obstante, en ramas de mayor tamaño
o en los troncos de árboles, A sería solo el área conductiva
(o activa) del xilema la cual no es fácilmente determinada
mediante mediciones de rutina.
La conductancia del xilema, por su parte, es un indicador
de la capacidad del sistema vascular, independientemente
de la longitud y del área de sección transversal que tenga la
muestra, para transportar agua bajo una diferencia de presión.
La conductancia puede ser calculada desde la ecuación de
más arriba simplemente omitiendo los parámetros A y L.
Casos especiales o extras
(1) Longitud de los vasos de conducción. Esta información
es necesaria en las mediciones de conductividad para
asegurarse de que la longitud del segmento de leño
utilizado sea de mayor longitud que la de los vasos de
conducción. Para determinar la longitud máxima de un
vaso de conducción, hay que cortar distintos segmentos
del leño que difieran en sus longitudes (ver Fig. 7 para
mayores detalles del procedimiento). En el laboratorio,
empezar desde el extremo superior de uno de los
segmentos recolectados removiendo unos centímetros
del leño con la finalidad de observar si el segmento
del leño que queda sea más pequeño que la longitud
máxima de los vasos de conducción. Luego, seguir el
procedimiento de la Fig. 7.
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Zimmermann and Jeje (1981); Brodribb and Hill (2000);
Meinzer et al. (2001); Zwieniecki et al. (2001); Tyree and
Zimmermann (2002); Sperry (2003); Cavender-Bares (2004);
Maherali et al. (2004); Santiago et al. (2004); Holbrook and
Zwieniecki (2005); Sperry et al. (2008a).
62
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
Fig. 7. Procedimiento para determinar el largo de los vasos. (a) Debe cortar un segmento de rama, de un largo que considere sea el largo
probable de los vasos de la especie sobre la que esté trabajando. (b) Del extremo basal de la rama cortada se debe retirar toda la corteza.
Luego se debe colocar un catéter de goma, de un diámetro que se adapte de manera ajustada, cubriendo el extremo basal sin corteza. A
continuación se debe introducir el extremo de una jeringa (de unos 50 ml) llena de aire en el extremo libre del catéter. Se debe entonces
sumergir en agua el extremo distal de la rama (opuesto al extremo al que está sujeto el catéter) y, presionando suavemente el émbolo de la la
jeringa se generará en el catéter una presión apenas superior a la atmosférica. Si se observa que emergen burbujas del extremo sumergido de
la rama, se considera que al menos un vaso ha sido cortado en sus extremos superior e inferior permitiendo que el aire se mueva libremente
a lo largo del segmento de rama. Si no emergen burbujas, se debe proceder como se indica al final de este párrafo. El procedimiento se debe
repetir usando largos de ramas progresivamente mayores, hasta encontrar el largo en el cual no emergen burbujas durante el procedimiento
de aplicación de presión. De este último segmento (en el cual las burbujas no emergen) cortar delgadas rebanadas de la parte distal y realizar
nuevamente la prueba, hasta encontrar un segmento en el cual las burbujas vuelven a emerger. Se considera que el largo del segmento
encontrado con este procedimiento será apenas más corto que el largo del vaso más largo. Sin embargo, si del primer segmento que se corta
no emergen burbujas, el vaso más largo de esa rama será más corto que el largo del segmento cortado, por lo que deben cortarse sucesivas
piezas más cortas de ese mismo segmento hasta que emerjan burbujas. Luego de eso, se cortará un segmento apenas más largo que el anterior
(pero del cual no se emitan burbujas cuando son puestos a prueba con este procedimiento) de manera de acercarse al largo máximo de vasos
tal como se describe al final del procedimiento indicado más arriba.
Más bibliografía sobre métodos: Sperry et al. (1988);
North and Nobel (1992); Alder et al. (1996); Kocacinar and
Sage (2003); Sack and Holbrook (2006).
4.5 Vulnerabilidad al embolismo
La vulnerabilidad del xilema al embolismo es un indicador
del riesgo de que se interrumpa el transporte del agua
durante eventos de sequía. La vulnerabilidad se expresa
como el porcentaje de la conductancia del xilema que se
pierde a un dado potencial hídrico del leño. El flujo de agua
en los vasos de conducción está bajo tensión, la cual, en
algunos casos, puede ser tan alta como 100 atmosferas de
presión. Por lo tanto, cualquier entrada de aire dentro de los
elementos de conducción disiparía la tensión dentro de ellos
y se expandiría rápidamente (convirtiéndose en una embolia
gaseosa), y así se bloquearía el flujo de agua a través de ellos.
New handbook for measurement of plant traits Mientras mayor sea el desarrollo de la embolia, mayor es la
perdida de conductividad del xilema. La capacidad de las
especies de tolerar potenciales hídricos altamente negativos
(o sea, altas tensiones), sin que se produzca una embolia,
varía enormemente entre las especies (cf. 3.15) y es un
aspecto importante en la tolerancia a la sequía.
¿Qué recolectar y cómo hacerlo?
Siga las instrucciones de recolección del protocolo para
medir la conductividad del xilema (4.4.).
Mediciones
La vulnerabilidad al embolismo es cuantificada a través
de la construcción de una curva de vulnerabilidad del
xilema. Este procedimiento consiste en graficar los valores
medidos de la conductancia del xilema en el eje y en función
de los valores de potencial hídrico (Y) correspondientes (a
los cuales los valores de conductancia fueron obtenidos).
La forma de esta curva es usualmente sigmoidea. Para
caracterizar esta curva con un solo parámetro, comúnmente
se utiliza el valor del potencial hídrico a la mitad de la curva
(en general representa el 50% de pérdida de conductancia).
Para obtener diferentes valores de potencial hídrico del
leño se pueden utilizar cualquiera de estos tres métodos:
(1) Deshidratación por evaporación. Recolectar una
rama grande que incluya algunas ramas laterales
(ramas secundarias) y mantenerla en contacto con
la atmosfera durante todo un día o más, para que el
xilema se deshidrate progresivamente y se desarrolle
una mayor tensión como consecuencia de que las hojas
continúan transpirando. Mientras tanto, determinar
el Y periódicamente con el método de la bomba de
presión en las ramas secundarias, que serán removidas
a ciertos intervalos de tiempo. Cuando se alcanza un
valor en particular de Y, se debe medir la conductancia
del eje principal de la rama también?, cercano al
lugar donde se removió la última rama secundaria.
Luego, generar una corriente de agua, a través del
segmento del leño, brevemente, y bajo una presión lo
suficientemente alta, como para remover las embolias
gaseosas que se generaron en él (ver las referencias
citadas). Medir nuevamente la conductancia para
obtener la conductancia máxima de ese segmento.
Este procedimiento nos permite calcular un valor de la
pérdida de conductancia a un determinado valor de Y.
(2) Centrifugación. Colocar un pequeño segmento de
leño horizontal y simétricamente, en el rotor de una
centrifuga y centrifugar las muestras de leño para
generar una tensión en el agua dentro de los conductos
del xilema. A partir de la fuerza centrífuga aplicada,
Australian Journal of Botany
63
se puede inferir un correspondiente Y o P (negativo).
La ventaja de este método es que se pueden generar
rápidamente distintos potenciales hídricos a las
muestras del leño. Sin embargo, la técnica es dificultosa
para muestras de leño mayores a 20 cm, ya que las
muestras que no pueden ser colocadas con seguridad en
el rotor de la centrifuga y la longitud de los segmentos
es mayor que el ancho del rotor de la centrifuga. Los
detalles necesarios para la aplicación de este método se
presentan en las referencias citadas.
(3) Inyección de aire. Este es un método simple basado en
el principio de sustituir la tensión interna por una presión
positiva de aire externo, la cual es aplicada a un segmento de
leño, que es colocado dentro de una cámara de presión. El
procedimiento utiliza una cámara de presión especialmente
diseñada para que un segmento de leño pase completamente
a través de ella, permitiendo que se realicen las mediciones
de conductancia mientras la presión externa es aplicada.
Este tipo de cámara está disponible comercialmente en la
compañía PMS Instrument CO, Albany, Oregon, USA
(http://pminstrument.com).
Referencias sobre teoría, significado y bases de datos:
Tyree and Sperry (1989); Davis et al. (2002); Brodribb et
al. (2003); Maherali et al. (2004); Holbrook and Zwieniecki
(2005); Choat et al. (2007); Feild and Balun (2008); Sperry
et al. (2008a).
Más bibliografía sobre métodos: Cochard et al. (1992);
Sperry et al. (1988); Sperry et al. (2008b); Alder et al. (1997);
Pammenter and Vander Willigen (1998).
5 Caracteres de raíces y órganos subterráneos
La variación en los caracteres radicales entre especies tiene
importantes consecuencias en el funcionamiento de esas
especies. Las raíces finas son los órganos primarios para la
absorción de agua y nutrientes, también son responsables de
la transferencia de recursos entre las partes subterráneas y las
aéreas. Las raíces finas pueden adquirir recursos directamente
o a través de asociaciones con simbiontes. Cuando las raíces
finas acceden a los recursos del suelo directamente, pueden
seleccionar los nutrientes minerales de un rango complejo de
soluciones y partículas del suelo, mientras van modificando
la química del suelo por medio de la exudación de un
rango de compuestos. Las raíces también deben responder
a la heterogeneidad de los recursos disponibles a múltiples
escalas espaciales y temporales mientras resisten los ataques
de un amplio rango de organismos y estreses ambientales.
No hay una sola solución evolutiva a todos los desafíos
que impone adquirir los recursos del suelo en los diferentes
ecosistemas. La medición de un número de caracteres
radicales independientes combinados podría ayudar a
64
Australian Journal of Botany una mejor comprensión de las estrategias subterráneas
de múltiples especies. Aquí describimos los tres grupos
principales de caracteres que recomendamos medir
5.1 Longitud específica de la raíz
La longitud específica de la raíz (LER), o relación entre
la longitud de la raíz y la biomasa seca de las raíces finas,
es el carácter subterráneo análogo al área foliar específica
(ver 3.1), y también representa una relación entre la unidad
estándar de adquisición (longitud de la raíz) sobre la
inversión del recurso en esa unidad (masa). Plantas con LER
alta poseen mayor longitud de raíces para una inversión dada
de biomasa seca y, generalmente, se considera que tienen
tasas de adquisición de nutrientes y agua, y de crecimiento
relativo más altas (por unidad de masa seca), mientras que
presentan sobrevida de las raíces más bajas en comparación
con las plantas con baja LER. No obstante, la LER alta
puede ser el resultado de raíces de diámetro pequeño o
densidad de tejidos bajo, características a su vez asociadas
independientemente con diferentes caracteres. Por ejemplo,
raíces finas ejercen fuerzas menos penetrante en el suelo y
transportan menos agua, mientras que las raíces con tejidos
de baja densidad son menos longevos pero tienen mayores
tasas de absorción bajo condiciones de abundantes nutrientes.
Puesto que hay muy poca diferencia operativa entre medir
sólo LER o incluir la medición del diámetro y la densidad de
las raíces recomendamos, al medir los caracteres funcionales
de raíces, incluir estas mediciones.
¿Qué y cómo colectar?
A menudo se mide el conjunto de raíces de una planta
para comparar sus raíces finas, sin embargo las raíces finas
individuales o una cantidad pequeña de ellas pueden ser
suficientes para medir el diámetro de las raíces, su biomasa
o el orden de las ramificaciones. Una vez recolectadas las
raíces finas, recomendamos separar las raíces finas de
acuerdo con su edad y/o, si fuera de interés para responder
preguntas específicas del estudio, también la profundidad del
muestreo. Las raíces recolectadas en el campo típicamente
abarcan un rango de edades, mientras que las raíces
obtenidas dentro de tubos o provenientes de plantas jóvenes
limitarían los rangos de edad. Las bases de la comparación
que motiva las preguntas de cada estudio deben estar
claramente determinadas y la obtención y preparación de
las raíces debe ser adecuada a ellas en cada muestreo. Las
raíces provenientes de los 20 centímetros superiores son la
base estándar de la comparación, pero la profundidad real
muestreada debería reflejar la variación en la altura debajo
del suelo del cual se colectan las hojas.
En muestras de mezclas de especies, se debería rastrear
el origen de las raíces finas para poder identificar con certeza
N. Pérez-Harguindeguy et al.
a qué especie pertenecen. Esto no es necesario en parches
de vegetación uniformes o monoespecíficos, o cuando
las raíces pueden ser distinguidas por sus características
particulares entre una pequeña cantidad de especies. Para
plantas pequeñas, a menudo es más factible excavar la planta
entera para lavarla más tarde, y de esta forma facilitar la
identificación de las raíces. Una cantidad estándar de raíces
suficiente para realizar las mediciones generalmente es la
que cabe en la palma de su mano. En general, es mejor tener
una pequeña cantidad de raíces bien preparadas que una gran
cantidad con menor calidad de preparación. Es preferible
evitar individuos atípicamente grandes o atípicamente
pequeños.
Almacenaje y procesamiento
Las raíces sin lavar generalmente pueden ser almacenadas
bajo condiciones húmedas y frescas por una semana con
mínima degradación de su estructura. Las técnicas de lavado
deben ser poco agresivas para las especies con baja densidad
de raíces, mientras que para raíces de alta densidad, en
suelos con arcillas pesadas o materia orgánica que puede
comprometer las mediciones, se pueden utilizar técnicas de
lavado más rigurosas. El lavado de raíces de suelos arenosos
puede requerir tan poco como treinta segundos bajo el
agua corriente, mientras que el lavado de raíces del suelo
rico en materia orgánica de la tundra podría requerir horas
de limpieza meticulosa. En general, la limpieza de raíces
requerirá una combinación de agua corriente sobre un tamiz
de malla fina (0.2- 1 mm; para remover partículas finas y
pesadas como arena), enjuagado en recipientes de agua (para
remover partículas más gruesas y pesadas como guijarros),
y extracción de restos con ayuda de pinzas (para remover
contaminantes de similar tamaño y densidad que las raíces
en estudio). A menudo es necesario masajear las raíces con
los dedos y separar las raíces individuales para permitir la
remoción de partículas. Si algunas partículas finas, como las
arcillas, son muy difíciles de remover las raíces pueden ser
quemadas a 650 ° C y luego sustraer el valor de la masa
de cenizas de la biomasa seca bruta de raíces. Una regla
práctica útil es detener el lavado de las raíces cuando le
parece que está perdiendo tantas raíces finas como suelo está
removiendo, o preferentemente un poco antes. Las raíces
lavadas pueden ser almacenadas en una solución de etanol al
50 % por períodos más largos de tiempo.
Mediciones
En ocasiones es necesario separar las raíces saludables,
y aparentemente vivas, de la muestra recientemente lavada.
Las raíces vivas generalmente tienen un aspecto más claro
y turgente comparado con las raíces muertas o senescentes
New handbook for measurement of plant traits de la misma especie, que se ven más oscuras y blandas o
deshidratadas. Debe tenerse en cuenta que en algunas
especies las raíces vivas pueden no ser distinguibles de las
muertas por su color. Puede ser útil observar un rango de
edades y colores de raíces absorbentes para cada especie de
planta a medir antes de realizar las mediciones, para poder
identificar adecuadamente las raíces vivas y saludables. Para
especies leñosas, las raíces a menudo se dividen por orden
de ramificación para estandarizar mejor las comparaciones
entre las especies.
Una vez que se prepararon las raíces se deben digitalizar
las raíces y medir su longitud y diámetro para la determinación
de los caracteres. La digitalización puede ser hecha con casi
cualquier escáner. Un escáner con una resolución de 1600 dpi
tiene una resolución de 15 µm que es la mitad del espesor de
las raíces más finas de cualquier planta. Aun así, un escáner
con menor resolución podría también servir. Se recomienda
un escáner con un adaptador de transparencia, que ilumina los
ítems en el escáner desde abajo, para obtener imágenes más
nítidas de las raíces finas.
Las imágenes de las raíces se pueden capturar mejor si
se sumergen las mismas en una pequeña cantidad de agua,
esto también ayuda a desenredar las raíces individuales. Una
bandeja de plástico transparente también sirve para ese fin.
En general, no debería ser necesario teñir las raíces para
obtener sus imágenes. Luego de escanearlas, las raíces deben
ser secadas (48 horas a 60 ° C) y pesadas. Estas muestras
de raíces también pueden ser molidas y analizadas para
determinar su concentración de nutrientes.
Una vez que las raíces han sido escaneadas, se debe
determinar de una fracción de la muestra la longitud y
diámetro. Para un pequeño número de raíces esto puede
ser hecho con un software de análisis de imágenes (ver 3.1
para datos de softwares libres). Para un mayor número de
muestras o en el caso de raíces muy largas se recomienda
la aplicación disponible comercialmente, WinRhizo (Régent
Instruments). El software determinará automáticamente
la longitud, diámetro y la distribución del volumen de las
raíces de una muestra de longitud de raíces, lo que permitirá
cálculos simples de LER, diámetro promedio de las raíces,
y densidad del tejido radical (masa seca de raíces sobre
volumen, este último derivado de la longitud y el radio).
Aunque el software es caro para usos ocasionales, las raíces
pueden ser escaneadas independientemente del análisis de
software, guardadas en formato JPEG, y analizadas más
tarde por alguien que tenga el software. Ver en el item Casos
Especiales y Extras para métodos manuales cuando no está
disponible ninguna de las facilidades mencionadas.
Casos especiales o extras
(1) Diámetro de la raíz y densidad de los tejidos radicales.
No todas las raíces de un diámetro y densidad de tejidos
Australian Journal of Botany
65
dado tienen estructura celular similar. Las raíces pueden
variar en sus proporciones relativas de corteza y cilindro
central (principalmente floema y xilema) y también en
la forma en que estos tejidos se construyen. Por estas
razones, de manera complementaria a la medición
de la morfología de raíces finas, recomendamos
realizar cortes transversales de las raíces medidas para
determinar su estructura celular. Para ese fin, se deben
seleccionar varias raíces de cada especie y se deben
embeber en un polímero para luego realizar cortes con
un micrótomo (en láminas de 4-µm). Los cortes se
deben teñir con Azul de Toluidina (que tiñe a la lignina
color azul- verdoso y a la celulosa púrpura a rojovioleta), para luego montarse sobre un portaobjetos.
Sobre los cortes se deben tomar imágenes digitales de
cada especie utilizando un microscopio óptico a una
magnificación de 100 x. Mediante software de análisis
de imágenes se podrá determinar en los cortes las áreas
correspondientes al cilindro central, el endodermo y los
grandes elementos del xilema para luego calcular los
diámetros de cada elemento, y las cantidades relativas
de los diferentes tejidos en relación al área del corte
transversal.
Referencias sobre la teoría, significancia y bases de
datos: Eissenstat and Yanai (1997); Wahl and Ryser (2000);
Steudle (2001); Pregitzer et al. (2002); Roumet et al. (2006);
Craine (2009); Paula and Pausas (2011).
Más sobre metodología: Newman (1966); Tennant
(1975); Böhm (1979); Fitter (1996); Bouma et al. (2000);
Craine et al. (2001); Craine (2009).
5.2 Morfología del sistema radical
Las características del sistema radical completo pueden ser
independientes de las raíces individuales y requieren ser
medidas explícitamente. Hay tres caracteres principales de los
sistemas radicales que recomendamos medir: la profundidad,
la extensión lateral y la intensidad de exploración. Para
la profundidad de la raíz la medición más simple es la
determinación de la profundidad máxima de enraizamiento
(la máxima profundidad del suelo desde la cual se pueden
adquirir recursos, en un rango de unos pocos centímetros
hasta decenas de metros). El máximo de extensión lateral de
las raíces define la distancia desde el centro de la planta a la
que las raíces pueden acceder para absorber recursos. Esta
distancia también determina la habilidad de las plantas de
interactuar con la heterogeneidad espacial en los recursos del
suelo. Las cantidades de biomasa de raíces finas o la longitud
de las raíces por unidad de volumen de suelo es una medida
de la intensidad de la exploración del suelo, y de la habilidad
de las especies para competir por esos recursos del suelo. La
distribución de las raíces en el suelo tiene dos componentes,
66
Australian Journal of Botany la profundidad de esa distribución y la intensidad de la
exploración del suelo. La distribución de las raíces a distinta
profundidad es un indicador de la dependencia de las plantas
sobre los recursos que se ubican a diferentes profundidades
del suelo, y se relaciona con la distribución vertical de
influencia de las plantas sobre la actividad del suelo. En
general, es más simple determinar la biomasa radical a
diferentes profundidades, pero comprender la relación entre
la longitud radical y la profundidad es probablemente una
mejor medida para entender la capacidad competitiva de
absorción. En general, la biomasa de raíces y la longitud
de las raíces a distinta profundidad estarían fuertemente
correlacionadas si no hubiera cambios en la LER con la
profundidad.
Debe tenerse en cuenta que la densidad del tejido radical
y el diámetro radical están positivamente correlacionados con
la longevidad de las raíces mientras que están negativamente
correlacionados con la capacidad de absorción de nutrientes
de las mismas. Además, la densidad de los tejidos radicales
está positivamente correlacionada con la resistencia a los
patógenos y a la sequía.
Recolección y análisis
La determinación de la extensión máxima de las raíces
depende de las especies. Para algunas especies con raíces
superficiales es razonable excavar la planta entera. Para
especies de raíces más profundas, se debe cavar un pozo y
hacer un corte transversal del suelo en una de las caras del
pozo excavado. En algunos casos extremos, se debe acceder
a las raíces desde cuevas o perforaciones.
La distribución en profundidad puede ser determinada
cavando pozos si en un área de corte transversal conocido
se puede cavar en profundidad. En esos pozos, una de las
caras verticales debe ser alisada y sobre ella se debe remover
una sección transversal con una pala plana En esa sección
transversal los sistemas radicales pueden removerse enteros
o en secciones. En otros casos puede utilizarse un barreno de
5-10 cm de diámetro para remover la biomasa radical más
profunda. La típica distribución de las raíces en profundidad
sigue una relación exponencial. Un selección estándar de
profundidades de extracción sería 5, 10, 15, 20 ,40, 80, 120
y 200 cm de profundidad, para sistemas radicales limitados
principalmente a los 2 m superiores del suelo. Para estimar
la máxima profundidad de enraizamiento en especies con
mayor profundidad de raíces, se pueden usar distribuciones
incompletas de profundidad de raíces pero la confiabilidad de
esta estimación va a depender del patrón de biomasa radical
en la profundidad. Para algunas especies, la distribución de
las raíces en profundidad puede ser determinada al azar en
relación al individuo, o en relación al punto que representa el
punto medio de extensión lateral del individuo. Sin embargo,
la biomasa radical tendrá que ser determinada directamente
N. Pérez-Harguindeguy et al.
debajo de los individuos, al menos para especies con raíz
principal. Para determinar la extensión de los sistemas
radicales, se debe excavar una franja horizontal del suelo,
comenzando desde el centro de la planta, para rastrear las
raíces. En otros casos, si los individuos están apiñados, se
puede considerar que la extensión lateral de las raíces es
equivalente a la mitad de la distancia interplanta, pero esto
debería ser verificado.
Una vez que los suelos se han excavado y las raíces
han sido extraídas, el almacenamiento y lavado de las raíces
debe seguir los mismos protocolos descriptos previamente.
A los sistemas radicales intactos es mejor extenderlos
sobre un tamiz grande para lavarlos con agua corriente
y/o sumergirlos en cubas con agua. Es posible que para
confirmar la identidad de las raíces recolectadas se requieran
comparaciones anatómicas o moleculares con otras raíces
de la especie seleccionada. Esto puede evitarse rastreando
las raíces hacia sus partes aéreas o muestreando parches
monoespecíficos. Si se van a determinar las distribuciones
en profundidad, las raíces finas (< 2 mm) y gruesas deberían
separarse. Luego, las submuestras de raíces finas limpias
pueden ser escaneadas, si se desea, para analizar diámetro,
longitud, y volumen. De todas formas, la biomasa radical
debe secarse y pesarse para obtener el dato de distribución
de la biomasa en el perfil del suelo.
Casos especiales o extras
(1) Arbustos grandes o árboles. Cuando se realiza
el muestreo de arbustos grandes y en árboles, el
investigador se va a encontrar con raíces leñosas gruesas.
En esos casos puede ser necesario un taladro o barreno
de madera para cortar fracciones de dichas raíces (que
son obviamente importantes para el soporte mecánico
y/o el almacenamiento de recuros, y que usualmente
exceden los 10 cm de diámetro). Éstas secciones de
raíces gruesas se conservan mejor separadas de las
secciones de raíces relativamente finas Luego, todas
las raíces extraídas pueden ser combinadas para ciertos
análisis.
(2) Suelos arcillosos. Si el suelo es particularmente
arcilloso, conglomerado, o contiene carbonato de calcio,
considere agregar un agente dispersante (por ejemplo
hexametafosfato de sodio) para el lavadode las raíces
El mejor aditivo para el lavado varía dependiendo de las
condiciones particulares del suelo.
Referencias sobre la teoría y la significancia: Adiku et
al. (2000); Zwieniecki et al. (2002); Hodge (2004); Schenk
and Jackson (2002); Dunbabin et al. (2004); Withington et
al. (2006); Craine (2009); Lambers et al. (2011).
Mas bibliografía sobre los métodos: Böhm (1979);
Caldwell and Virginia (1989); Jackson (1999); Linder et al.
(2000); Schenk and Jackson (2002).
New handbook for measurement of plant traits 5.3 Estrategia de absorción de nutrientes
El rendimiento o desempeño de diferentes especies en
ecosistemas limitados en nutrientes es indudablemente
afectado por las diferencias interespecíficas inherentes en la
capacidad de absorción de nutrientes. Un factor que afecta
esta capacidad es la LER (ver 5.1.); sin embargo, otros
factores como por ejemplo las diferencias cuantitativas en la
afinidad del sistema transportador de iones también afectan
la capacidad de absorción de nutrientes. Más aún, muchas
plantas explotan las asociaciones simbióticas con bacterias u
hongos para mejorar su habilidad competitiva para absorber
nutrientes. Este último es el tópico de la presente sección.
En general, la mayoría de las especies de plantas presenta
simbiosis con bacterias fijadoras de N2 u hongos micorrícicos.
Sin embargo, la literatura está fuertemente parcializada hacia
especies templadas de Europa y Norteamérica. Hay todavía
mucho por estudiar acerca de las estrategias de absorción
de nutrientes en especies en otras regiones, tal como lo
demuestra el reciente hallazgo de raíces especializadas en
absorción de N en zonas cubiertas con nieve en el Cáucaso.
En este texto proveemos protocolos específicos en el Material
Suplementario 2, tratando las siguientes estrategias:
1) Bacterias fijadoras de Nitrógeno: asociación con
bacterias en nódulos para fijar el N2 atmosférico.
2) Micorrizas arbusculares: simbiosis con hongos
micorrícicos arubusculares para ayudar en la adquisición
de nutrientes y agua.
3) Ectomicorrizas: simbiosis con hongos ectomicorrícicos
para ayudar en la absorción de nutrientes inorgánicos y
formas orgánicas de N
4) Micorrizas ericoides: simbiosis con hongos micorrícicos
ericoides para ayudar en la absorción de las formas
orgánicas del N.
5) Orquídeas: simbiosis con hongos micorrícicos
orquidioides para la adquisición de nutrientes desde la
hojarasca
6) Tipos más raros de micorrizas, por ejemplo
micorrizas arbutoides (Arbutus, Arctostaphylos),
ectoendomicorrizas (algunas gimnospermas) y
micorrizas piroloides (Pyrolaceae)
7) Plantas micoheterotróficas sin clorofila que extraen
carbono y probablemente la mayoría de los nutrientes
de la materia orgánica muerta a través de hongos
micorrícicos.
8) Plantas verdes hemiparásitas de raíz/tallo, como el
muérdago (Loranthaceae), que extrae nutrientes como
N y P de las raíces o tallos de su planta huésped.
9) Plantas holaparásitas: sin clorofila que extraen el carbono
y nutrientes directamente de una planta huésped.
10) Plantas carnívoras que capturan formas orgánicas de N
y P de animales.
Australian Journal of Botany
67
11) Raíces proteoides, raíces dauciformes y capilares en juncos.
12) Otras estrategias especializadas (mayormente en
epífitas) incluyen:
a) Plantas de estanques- captura y almacenamiento
de nutrientes y agua
b) Canastas- captura y almacenamiento de nutrientes
y agua
c) Nidos de hormigas- Absorción y almacenamiento
de nutrientes
d) Tricomas- captura de nutrientes y agua a través de
hojas bromelioides
e)Velamen radical- captura, absorción y
almacenamiento de nutrientes y agua
13) Ninguna: no hay mecanismos especializados evidentes
para la absorción de N o P; la absorción se hace,
presumiblemente, directamente a través de pelos
radicales (o a través de hojas, por ejemplo en el caso de
ciertos helechos con frondas muy finas)
Aunque mucho del trabajo experimental sobre la
absorción de nutrientes activa por las raíces ha sido hecho
sobre plantas de interés agrícola, hay alguna información
disponible sobre esto en plantas silvestres, pero nuevamente,
relativamente poco para especies tropicales o subtropicales.
Las técnicas con radioisótopos para caracterización de los
mecanismos de transporte de iones están dentro del alcance
de este manual, pero puede ser más sencillo consultar
literatura sobre transporte de iones.
Referencias sobre la teoría y la significancia: ver
Material Suplementario 2; además, para más información
sobre raíces especializadas de ambientes con nieve ver
Onipchenko et al. (2009).
6 Caracteres regenerativos
6.1 Síndrome de dispersión
El modo de dispersión de un “propágulo” (i.e. unidad de la
semilla, fruto o espora que es dispersada) tiene consecuencias
obvias en la distancia que éste recorre, la ruta que recorre y
en su destino final.
¿Cómo se clasifica?
El modo de dispersión es un carácter categórico. El registro
en orden decreciente de importancia de todos los síndromes
que puede asumir una semilla se muestran en la Caja 4. Si una
especie presenta varios síndromes de dispersión con similar
importancia, se debe priorizar el que se presume contribuye a
una mayor distancia de dispersión; ej. la dispersión por viento
se prioriza por sobre la dispersión por hormigas.
Es importante tener en cuenta que el propágulo puede,
ocasionalmente, ser transportado por uno de los modos abajo
68
Australian Journal of Botany mencionado aun cuando no presenta adaptaciones obvias
para ello. Esto es particularmente común para la dispersión
por endo y exozoocoria. Tenga en cuenta que existe una
amplia literatura (ej. en Floras) en las que se precisa el modo
de dispersión de muchos taxa.
Referencias sobre teoría, el significado y bases de datos:
Howe and Smallwood (1982); Van der Pijl (1982); Bakker
et al. (1996); Howe and Westley (1997); Hulme (1998);
Poschlod et al. (2000); McIntyre and Lavorel (2001);
Tackenberg et al. (2003); Myers et al. (2004).
Más sobre métodos: Howe and Westley (1997); Forget
and Wenny (2005); Pons and Pausas (2007).
6.2 Tamaño y forma del propágulo
En este caso se debe tener en cuenta toda la estructura
reproductiva que se dispersa (= propágulo o estructura de
dispersión) y que entra en el suelo. El propágulo se puede
corresponder con la semilla; sin embargo, en muchas
especies, éste constituye la semilla más las estructuras que
la rodean, por ejemplo el fruto. El tamaño del propágulo es
el peso seco luego de que el mismo es secado en estufa. La
forma del propágulo es la varianza en sus tres dimensiones,
es decir, el largo, el ancho y el alto del propágulo, cada uno
dividido por el mayor de los tres valores. La varianza va de
0 a 1 y es sin unidades. Los propágulos pequeños, con bajos
N. Pérez-Harguindeguy et al.
valores de varianza en su forma (relativamente esféricos),
tienden a enterrarse profundo en el suelo y permanecer por
mucho tiempo en el banco de semillas. El tamaño y la forma
de la semilla son entonces fundamentales para la persistencia
de la semilla en el suelo (persistencia del banco de semillas).
¿Cómo y cuándo se colecta?
Los mismos tipos de individuos que se seleccionaros
para medir los caracteres de hojas y la altura de la planta
deberán ser muestreados para la medición de los propágulos.
Como el interés de este caracter está en la estructura que
llega y entra al suelo, se deben remover sólo las partes de la
unidad que se desprenden fácilmente (ej. papus), mientras
que partes como alas y aristas permanecerán adheridas. La
pulpa de los frutos carnosos también debe ser removida, ya
que la semilla es la unidad que entra al suelo en esos casos
(sobre todo si el fruto ha pasado por el tracto digestivo de un
animal previamente). Las semillas (o propágulos) deben ser
maduros y estar vivos. Los propágulos pueden ser recogidos
directamente de la planta o bien de la superficie del suelo.
Almacenamiento y procesado
Almacenar los propágulos en bolsas plásticas selladas
y guardar en una habitación fresca o en heladera hasta su
Caja 4. Síndromes de dispersión
1- Dispersión no asistida; la semilla o fruto no presentan una asistencia obvia para la su transporte a larga distancia y simplemente
caen de forma pasiva de la planta.
2- Dispersión por viento (anemocoria); incluye (A) pequeñas semillas como polvo (ej. Pyrola, Orchidaceae), (B) semillas con
papus u otros pelos largos (ej. sauce (Salix), álamos (Populus), muchas Asteraceae), ‘globos’ o comas (tricomas en el extremo de la
semilla), (C) frutos aplanados o semillas con alas grandes, como las que se encuentran en muchos arbustos y árboles (ej. Acer, abedul
(Betula), fresno (Fraxinus), tilo (Tilia), olmo (Ulmus), pino (Pinus)); esporas de helechos y criptógamas vasculares relacionadas
(Pteridophyta) y (D) planta rodadora, donde toda la planta o la infrutescencia con semillas maduras es arrastrada por el suelo por la
fuerza del viento distribuyendo las semillas. Esta estrategia es conocida en species de regiones áridas, ej. Baptisia lanceolata en el
sureste de Estados Unidos y en Anastatica hierochuntica (rosa de Jericó) en el norte de África y en Oriente Medio.
3- Transporte en interior de animales (endozoocoria), ej. por aves, mamíferos, murciélagos; muchas carnosas, frecuentemente bayas
bien coloreadas, semillas con arilo, drupas y frutos grandes (frecuentemente bien coloreados) que son consumidos por vertebrados y
pasan a través de su sistema digestivo antes de que la semilla entre al suelo (ej. acebos (Ilex), manzano (Apple).
4- Transporte en exterior de animales (exozoocoria); frutos y semillas que se adhieren a animales, ej. al pelaje del animal, plumas, pico,
patas, adheridas mediante apéndices como ganchos, púas, aristas, sustancias pegajosas (ej. amor seco (Bidens), muchas gramíneas).
5- Dispersión por acopio; semillas marrones o verdes, nueces que son acumuladas y enterradas por mamíferos o aves. Duras, de
paredes gruesas, indehiscentes tienden a ser acumuladas por mamíferos (ej. avellanas (Corylus) acopiadas por ardillas) y semillas
redondeadas sin alas acopiadas por aves (ej. bellota (Quercus spp.) por arrendajos).
6- Dispersión por hormigas (myrmecocoria); dispérsulos con eliosomas (apéndices nutricionales especializados) que las hacen
atractivas para ser capturadas, transportadas y utilizadas por hormigas u otros insectos.
7- Dispersión por agua (hidrocoria); los dispérsulos están adaptados para permanecer a flote en el agua por largo tiempo, ayudados
por tejidos suberososy bajo peso específico (ej. fruto del coco).
8- Dispersión por lanzamiento, semillas contenidas en el fruto y luego lanzadas lejos de la planta por “explosión” al momento de la
apertura de la cápsula (ej. Impatiens).
9- Contracción de pelos, la contracción de pelos higroscópicos presentes en el dispérsulo provoca el movimiento de la semilla ante
cambios en la humedad de ambiente.
New handbook for measurement of plant traits procesado. Procesar el material lo antes posible. Para
propágulos que se dispersan secos, el almacenamiento en un
lugar seco también es efectivo.
Medición
Remover frutos carnosos, papus u otras partes que se
caen fácilmente (ver arriba en la presente Sección). Luego,
tomar el valor de cada dimensión utilizando un calibre o un
microscopio binocular y calcular la varianza (largo, ancho y
alto). Luego secar a 60°C por al menos 72 horas (o a 80°C
por 48 horas) y pesar (=tamaño del propágulo).
Casos especiales o extras
Recomendamos complementar la medición de este
carácter con la valoración de otros caracteres, directa o
indirectamente relacionados al banco de semillas o de
plántulas, para una mejor evaluación de la estrategia
regenerativa de la especie. Para la valoración del banco de
semillas existen buenos métodos (ver Más sobre Métodos
más abajo en la presente sección). Además, la determinación
del banco de semillas de especies serótinas en ecosistemas
propensos al fuego (ej. Pinus y Proteaceae como Banksia,
Hakea y Protea) y de bancos de plántulas de larga vida
de especies leñosas del sotobosque pueden también
ser importantes para la comprensión de las estrategias
regenerativas de las especies. La viviparidad como en
algunos manglares también pueden ser incluido en esta
valoración.
Referencias sobre teoría, el significado y bases de datos:
Hendry and Grime (1993); Thompson et al. (1993, 1997);
Leishman and Westoby (1998); Funes et al. (1999); Weiher
et al. (1999); Peco et al. (2003).
Más sobre métodos: Hendry and Grime (1993);
Thompson et al. (1993, 1997); Weiher et al. (1999); Pons
and Pausas (2007).
6.3 Potencial de dispersión
El potencial de dispersión es definido como la proporción de
propágulos producidos por un individuo que viajan a una cierta
distancia, que puede ser elegida arbitrariamente dependiendo de
los objetivos del trabajo. El propágulo puede ser la semilla o el
fruto o un propágulo vegetativo. En contraste con el síndrome
de dispersión, el potencial de dispersión permite cuantificar
la dispersabilidad de una semilla en relación a la distancia que
recorre. El potencial de dispersión varía no solo entre especies
con distinto síndrome de dispersión, sino también entre especies
con el mismo síndrome de dispersión. Por consiguiente, es una
variable crucial cuando nos preguntamos si la dispersión es un
factor limitante de la ocurrencia de una especie en un hábitat
Australian Journal of Botany
69
favorable o de la riqueza de especies en una comunidad, o
incluso si la fragmentación es un peligro para la supervivencia
de especies o poblaciones. La capacidad de supervivencia en
ambientes disturbados o fragmentados está frecuentemente
relacionada con una alta capacidad de dispersión. Tanto la
capacidad de dispersión como las características de las semillas
pueden estar correlacionadas con el potencial de dispersión.
Cuantas más semillas son producidas, mayor es la probabilidad
de que una alcance una gran distancia. Las características de las
semillas como por ejemplo su masa, forma y estructuras de la
superficie, responsables de la dispersión, dependen del vector de
dispersión. Aquí puede haber un compromiso entre el potencial
de dispersión (en el espacio) y el máximo tiempo de vida así
como con la persistencia en el banco de semillas (dispersión en
el tiempo). Las especies de larga vida generalmente exhiben un
menor potencial de dispersión que las especies con un banco de
semillas persistente por largo tiempo.
¿Cómo se registra?
El potencial de dispersión es una variable continua y
puede ser medido tanto por mediciones directas en el terreno
como a través de la identificación y medición de caracteres
relacionados a la capacidad de dispersión, e incluso por
aproximaciones mediante modelos. El potencial de dispersión
por el viento está correlacionado con la altura a la que se
libera el propágulo y con la velocidad terminal (ver abajo),
el potencial de dispersión por agua está correlacionado con
la flotabilidad del propágulo, y el potencial de dispersión por
animales por la capacidad de adherencia o por la capacidad
de supervivencia luego del paso por el tracto digestivo
del propágulo. La dispersión por humanos, máquinas o
vehículos es muy compleja. La medición de la capacidad de
dispersión, por lo tanto, requiere de estudios que se adapten
a las condiciones específicas.
Las mediciones deben ser tomadas sobre el
propágulo intacto, por ejemplo semillas o frutos con todas
las estructuras, como papus y aristas, que están adheridas
al momento de su liberación. Debe medirse la altura de
liberación de los propágulos, que será la diferencia entre la
mayor altura en la que se encuentra la semilla o fruto y la base
de la planta. La velocidad terminal se mide sobre propágulos
recién colectados y secados al aire, como la velocidad de
caída real en una condición sin aire en movimiento. La
capacidad de flotabilidad (proporción de propágulos que
flotan luego de un tiempo definido) es medida poniendo los
propágulos en recipientes de vidrio y éstos sobre un agitador
de matraces con una frecuencia de 100min-1. La capacidad
de adherencia (proporción de propágulos que permanecen
adheridos luego de un tiempo definido) es medida adhiriendo
semillas a la piel de determinado animal; la misma es luego,
agitada mediante una máquina. La supervivencia, luego de
la digestión, se puede medir tanto por experimentos que
70
Australian Journal of Botany consisten en pasar las semillas a través del tracto digestivo
mediante experimentos en donde se simula la ingestión y la
digestión a través de tratamientos químicos estandarizados.
Estos últimos tienen que ser calibrados con experimentos de
digestión.
Para evaluar la dispersión potencial por animales, en la
medida de lo posible, deben realizarse estudios de campo
ya que el comportamiento de los animales (ej. selección
de especies por animales herbívoros) puede influenciar
fuertemente el potencial de dispersión, comparado con el
determinado en una simulación con un fragmento de piel
animal. Predecir el potencial de dispersión por animales
requiere de modelos basados en procesos con una capacidad
predictiva en un amplio rango de escenarios.
Casos especiales o extras
(1) Para plantas acuáticas, la altura de liberación de la
semilla es la distancia entre el punto más alto de la
semilla o fruto y la superficie del agua.
(2) Procesos secundarios, ej. la dispersión secundaria
por el viento, puede afectar fuertemente al proceso
de dispersión. Estos procesos suelen ser obvios sólo
cuando se realizan estudios de campo y pueden requerir
el desarrollo de métodos particulares adicionales.
Referencias sobre teoría, el significado y bases de datos:
Bruun and Poschlod (2006); Poschlod et al. (1998, 2005)
Tackenberg (2003); Tackenberg et al. (2003); Schurr et al.
(2005); Will and Tackenberg (2008); Cousens et al. (2010).
Más sobre métodos: Fischer et al. (1996); Römermann
et al. (2005a, 2005b, 2005c).
6.4 Masa de semillas
La masa de semillas, también llamada tamaño de semilla,
es la masa de una semilla secada en estufa, expresada en
mg. En semillas grandes, los recursos almacenados pueden
ayudar a la plántula a sobrevivir y establecerse en ambientes
peligrosos (ej. ambientes con poca luz, con estrés hídrico o
con herbivoría). Por su parte, las semillas pequeñas pueden
ser producidas en gran número con el mismo esfuerzo
reproductivo. Las semillas pequeñas también tienden a ser
enterradas en el suelo, particularmente si su forma es más
bien esférica, lo que favorece a su longevidad en el banco de
semillas. La variación interespecífica en la masa de la semilla
también es importante desde el punto de vista taxonómico,
taxa más relacionados tenderán a ser más parecidos en
cuanto a la masa de la semilla.
¿Cómo y cuándo se colecta?
Los mismos tipos de individuos seleccionados para
los caracteres de hojas o altura de la planta deberían ser
N. Pérez-Harguindeguy et al.
muestreados para la medición de este caracteres (ver
3.1.). Las semillas deberán estar vivas y bien maduras. Si
la forma de la unidad de dispersión (ej. semilla, fruto) es
también medida (ver Sección 6.2 arriba), no se debe remover
ninguna estructura hasta que la medición del propágulo haya
finalizado. Recomendamos recolectar al menos 10 semillas
de por lo menos 10 individuos por especie, aunque son
preferibles más individuos por especie. Dependiendo de la
precisión de la balanza disponible, para algunas especies
con semillas pequeñas (ej. orquídeas) 100 o 1000 semillas
pueden ser necesarias.
Almacenamiento y procesado
Si la forma del propágulo es también medida,
recomendamos almacenar los dispérsulos en bolsas de
plástico selladas herméticamente, envuelto o no en papel
húmedo (ver Sección 3.1) y procesar y medir lo antes posible.
El secado al aire también puede resultar adecuado.
Medición
Luego de la medición de la forma del propágulo se
deben remover los accesorios (alas, papus, eliosomas, pulpa
de frutos, etc.), con cuidado de no remover la cubierta
seminal en el proceso. En otras palabras, en primer lugar es
sumamente importante definir qué partes corresponden al
propágulo y cuales a la semilla propiamente dicha. Se debe
dejar el fruto intacto cuando las estructuras del propágulo
sean inseparables de la semilla propiamente dicha. Pesar
las semillas (o aquenios, frutos con una semilla) secadas
a 80°C por al menos 48 hs. (o hasta alcanzar un peso
constante en semillas muy grandes o con cubierta dura). Ser
conscientes de que una vez extraídas de la estufa las semillas
toman humedad del aire. Si no se pesan inmediatamente se
deben poner en un desecador antes de ser pesadas o poner
nuevamente en estufa. Es importante tener en cuenta que el
número medio de semillas por planta (cinco o 1000 semillas)
cuenta como una observación estadística a la hora de realizar
los cálculos de media, desviación o error estándar.
Casos especiales o extras
(1) Variación dentro del individuo. Tener en cuenta que
el tamaño de la semilla puede variar más dentro de un
individuo que entre individuos de la misma especie.
Asegurarse de colectar semillas de “tamaño medio” de
cada individuo y evitar las de tamaño o muy pequeño o
muy grande.
(2) Bases de datos accesibles. Tener en cuenta que existen
numerosas bases de datos con información sobre masa
de semillas que están accesibles en la literatura y/o que
se puede acceder bajo ciertas condiciones. Tener en
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits cuenta, sin embargo, que las metodologías utilizada
para el registro de este caracter en distintas bases de
datos pueden no ser las mismas.
(3) Volumen de la semilla. Existen importantes bases
de datos con información sobre el volumen de las
semillas, frecuentemente medidos como π/6 x L1 x
L2 x L3 (asumiendo una forma elipsoidal). Utilizando
las ecuaciones de calibración apropiadas esos datos
también pueden ser utilizados. Muchas de esas bases de
datos incluyen actualmente masa además de volumen
de las semillas.
Referencias sobre teoría, el significado y bases de datos:
Mazer (1989); Seiwa and Kikuzawa (1996); Reich et al.
(1998); Cornelissen (1999); Leishman et al. (2000); Westoby
et al. (2002); Moles et al. (2005); Moles and Westoby (2006);
Wright et al. (2007).
Más sobre métodos: Hendry and Grime (1993);
Thompson et al. (1997); Westoby (1998); Weiher et al.
(1999); Wright et al. (2007).
6.5 Morfología funcional de la plántula
Los tipos funcionales de plántulas se refieren a la morfología
de la plántula en relación a la función y posición de los
cotiledones. El tipo funcional de plántula es un carácter
categórico que puede ser utilizado para caracterizar la
estrategia regenerativa de la planta. La distribución de los
caracteres de plántulas entre familias de plantas es poco
conocida, a pesar de que la importancia de los caracteres de
plántulas en sistemática se reconocen desde hace tiempo. El
presente carácter ha sido creado sobre la base de especies
leñosas (árboles y arbustos) y ha sido especialmente
utilizado en bosques tropicales. Garwood (1996) estableció
los siguientes cinco categorías de plántulas basadas en
tres características del cotiledón con supuesta importancia
ecológica (posición, textura y exposición) (Fig. 8):
(1) Criptocotilar hipogeo con cotiledones de tipo reservante
(con almacenamiento de reservas) (CHR por su sigla en
inglés),
(2)Cripocotilar epigeo de tipo reservante (con
almacenamiento de reservas) (CER),
(3) Fanerocotilar epigeo con cotiledones foliáceos (PEF),
(4) Fanerocotilar epigeo con cotiledones de tipo reservante
(PER) y
(5) Fanerocotilar hipogeo con cotiledones de tipo reservante
(PHR).
Estas categorías son el resultado de la combinación de
las diferentes posibilidades en relación a la exposición del
cotiledón (criptocotilar o fanerocotilar), posición (epigeo o
hipogeo) y a su función (foliáceo o con almacenamiento de
reservas). Si bien con estas dicotomías las combinaciones
71
potencialmente posibles serían ocho una plántula con
cotiledón criptógamo y folioso no es biológicamente
posible, y el tipo fanerocotilar hipogeo folioso no ha sido
reportado hasta el momento. Los tipos morfo-funcionales de
plántulas han sido relacionados con otros caracteres de las
plantas como tamaño de semilla; ej. semillas de gran tamaño
están relacionadas con plántulas con cotiledones de tipo
reservante, mientras que semillas pequeñas con cotiledones
foliosos y fotosintetizantes. Teniendo en cuenta que los
tipos de plántulas mencionados arriba han sido observados
particularmente en bosques tropicales, la ocurrencia y
proporción de cada uno en otros ecosistemas debe ser
estudiado.
¿Cómo y cuándo se colecta?
Teniendo en cuenta que este no es un carácter plástico,
recomendamos poner a germinar suficientes semillas como
para garantizar al menos cinco plántulas por especie. Se
deben seleccionar semillas sin evidencias de, por ejemplo,
daño por patógenos y/o predación.
Medición
La morfología de la plántula (exposición, posición y función
del cotiledón) debería ser descripta cuando al menos cinco
individuos hayan desplegado al menos tres hojas cada
uno. Luego de esto las especies son asignadas a una de las
categorías indicadas arriba en la presente sección y según se
describe a continuación (ver también Fig. 8):
exposición del cotiledón: será fanerocotilar si la
cubierta seminal se abre y ambos cotiledones emergen
de la semilla, criptocotilar si permanecen dentro de la
semilla.
- posición del cotiledón: será epigeo cuando el hipocótilo
se desarrolla al menos 2 cm por sobre la superficie del
suelo, e hipogeo cuando el hipocótilo se desarrolla
sobre la superficie del suelo.
- función del cotiledón: son cotiledones de reserva cuando
son carnosos o gordos, y cotiledones foliáceos (también
llamado paracotiledón) cuando son primariamente
fotosintetizante.
-
Casos especiales y extras
(1) Clorofila en cotiledones carnosos. En muchos casos los
cotiledones carnosos contienen clorofila, sin embargo son
considerados como órganos de reserva (ej. Aspidosperma
spp.).
Referencias sobre teoría, el significado y bases de datos:
Ng (1978); De Vogel (1980); Hladik and Miquel (1990);
72
Australian Journal of Botany N. Pérez-Harguindeguy et al.
a gran escala también importan. Existe un compromiso en los
atributos funcionales entre especies con capacidad de rebrote
y aquéllas que no poseen dicha capacidad. Comparadas con
las especies sin capacidad de rebrote, las que pueden rebrotar
tienden a mostrar mayor asignación de carbohidratos a órganos
subterráneos (o en órganos de almacenamiento en la superficie
del suelo); sin embargo, su crecimiento en biomasa tiende a ser
menor, y su capacidad reproductiva baja. La contribución de las
especies con capacidad de rebrote en la composición de especies
de la comunidad tiende a estar asociada con la probabilidad de
ocurrencia de eventos que destruyan la biomasa aérea.
¿Cómo se registra?
Fig. 8. Tipos funcionales de plántulas. En la sección 6.4 (sobre
Morfología funcional de plántulas) se describen 5 tipos funcionales
de plantas (en el dibujo las hojas se indican en blanco, los cotiledones
en gris y las semillas en negro): PHR = Fanerocotilar hipógeo con
cotiledones reservantes; PER = Fanerocotilar epígeo con cotiledones
reservantes; PEF = Fanerocotilar epígeo con cotiledones foliosos;
CHR = Criptocotilar hipógeo con cotiledones reservantes; y CER
Criptocotilar epígeo con cotiledones reservantes.
Garwood (1996); Kitajima (1996); Wright et al. (2000);
Ibarra-Manriquez et al. (2001); Zanne et al. (2005); Leck et
al. (2008).
6.6 Capacidad de rebrote luego de un disturbio
La capacidad de una especie de planta para rebrotar luego de la
destrucción de gran parte de su biomasa aérea es un importante
atributo para la persistencia en determinados ecosistemas donde
existen recurrentemente fuertes disturbios. El fuego (natural
o antrópico), la fuerza del viento de los huracanes y la tala son
los disturbios más frecuentes y extendidos. Sin embargo, las
sequías extremas o los eventos de heladas, el pastoreo severo,
el deterioro por grandes herbívoros, deslizamientos de tierra,
inundaciones y otros eventos de erosión de corto tiempo pero
Aquí definimos la capacidad de rebrote como la habilidad
relativa de una especie para formar nuevos brotes luego de
la destrucción de gran parte de su biomasa aérea, utilizando
reservas de las partes basales o subterráneas del individuo.
El siguiente método representa un compromiso entre su
aplicabilidad general, el tiempo que demanda su medición
por un lado y la precisión del mismo. Es particularmente
relevante para leñosas y graminoides, pero también puede
ser aplicado en herbáceas. Dentro del sitio de estudio se
deben buscar puntos en donde haya evidencias claras de
eventos recientes de disturbio. En general, esos eventos
deberían haber ocurrido dentro del mismo año del estudio.
Sin embargo, si se consideran sólo especies leñosas, las
mediciones pueden realizarse luego de 5 años de pasado el
disturbio (siempre que el brote emerja cerca de la superficie
del suelo se puede considerar como un rebrote luego de un
disturbio). Por cada especie, se deben identificar entre 5 y
50 individuos adultos (dependiendo del tiempo disponible de
búsqueda) en los cuales al menos el 75% de la biomasa aérea
haya sido destruida, incluyendo la totalidad de la biomasa
verde. Esto asegura que el rebrote se produce a partir de
órganos de reserva subterráneos o de la superficie del suelo.
Tenga en cuenta que en el caso de plantas leñosas, los troncos
y ramas viejas, con el xilema muerto no son considerados
como parte de la biomasa viva. Así, si un árbol permanece en
pie luego de un fuego, pero con toda su corteza, el cambium
y el xilema joven muertos debería ser considerado como con
destrucción del 100% de su biomasa aérea.
Verificar si ha transcurrido suficiente tiempo desde
el disturbio como para que el rebrote sea posible. Estimar
(aproximadamente) el porcentaje medio de biomasa aérea
destruida en esas plantas (una estimación de la severidad
del disturbio) por comparación con individuos adultos de la
misma especie no afectados. Multiplicar ese porcentaje por
el porcentaje de individuos de la población que rebrotaron
(ej. formaron nuevos brotes que emergieron de porciones
basales del individuo) y dividir por 100 para obtener la
“capacidad de rebrote” (rango de 0 100 sin unidades).
Cuando existen datos de más de un sitio, tomar el mayor
Australian Journal of Botany
New handbook for measurement of plant traits valor para la especie, aún cuando esto implique no incluir
la variabilidad intraespecífica en la capacidad de rebrote.
En estudios a largo plazo, el rebrote puede investigarse
experimentalmente mediante el corte de la planta simulando
la destrucción del 75-100% de la biomasa aérea (en estos
casos las partes cortadas pueden utilizarse para la medición
de otros caracteres de interés). Si son encontradas menos de
cinco plantas con el daño “apropiado”, dar a la especie por
defecto un valor de 50 si se observó al menos algo de rebrote
en los individuos encontrados (ver abajo). En especies donde
no se observa rebrote simplemente porque no se observa gran
destrucción de biomasa es importante considerar estos casos
como datos ausentes (no como con valor de rebrote cero).
Casos especiales y extras
(1) Datos de la literatura. En relación a este caracter pueden
obtenerse datos muy útiles y legítimos de la literatura
o mediante conversaciones con pobladores locales (ej.
guardabosques, agricultores, etc.). El investigador debe
asegurarse de que en esos casos se hayan cumplido las
mismas condiciones de destrucción de biomasa requeridas
en el protocolo descripto arriba. Habiendo constatado esto,
se debe asignar subjetivamente números para la capacidad
de rebrote como: 0, no rebrote; 20, rebrote pobre; 40, rebrote
moderado; 60, rebrote sustancial; 80, rebrote abundante y
100, rebrote muy abundante, en función de lo que indique
la literatura o las encuestas a pobladores. La misma
estimación cruda puede utilizarse para especies en las cuales
la estimación cuantitativa no es posible, ej. los individuos
que no han rebrotado son difíciles de encontrar luego de un
disturbio, tal es el caso de algunas herbáceas.
(2) Plantas clonales. En el caso de las plantas clonales es
importante evaluar si los ramets pueden rebrotar de
las reservas subterráneas y no del follaje de un ramet
conectado. Por lo tanto, en esas especies, el rebrote solo
debería ser considerado si se ha destruido la biomasa
aérea de todos los ramets vecinos.
(3) Rebrote en plantas jóvenes. El registro adicional de
la habilidad de rebrote en plantas jóvenes puede dar
importantes pistas acerca de la persistencia de la
población, aunque esto pueda también ser visto como
un componente del reclutamiento. Así, los datos sobre
los límites de edad y tamaño en la habilidad de rebrote
pueden revelar importantes pistas de la dinámica de
la población. Algunas especies con capacidad para
rebrotar no pueden hacerlo antes de cierta edad, y otras
pierden dicha capacidad cuando llegan a cierta edad o
tamaño.
(4) Rebrote luego de una pequeña destrucción de biomasa.
La medición de la capacidad de rebrote luego de la
destrucción de una pequeña proporción de biomasa puede
dar información importante acerca de la respuesta de las
73
plantas ante pequeños disturbios. Por ejemplo, se sabe que
Quercus suber y varias especies de Eucalyptus spp. pueden
rebrotar de las yemas localizadas en posiciones superiores
del tronco, luego de un evento de fuego. Se debe tener en
cuenta que especies altamente adaptadas al fuego (como en
los casos mencionados) pueden dar una falsa impresión de
que un área no ha sido afectada por un fuego recientemente
cuando en realidad si lo ha sido. Otras especies de esa área
o la observación directa del evento de fuego pueden ser
de utilidad en estos casos. La evaluación de la capacidad
de rebrote luego de la pérdida de pequeñas cantidades de
biomasa también puede ser aplicado a casos en donde
han actuado otros pequeños disturbios como herbivoría o
destrozos por vertebrados.
Referencias sobre teoría, el significado y bases de
datos: Noble and Slatyer (1980); Everham and Brokaw
(1996); Pausas (1997); Kammesheidt (1999); Bellingham
and Sparrow (2000); Bond and Midgley (2001); Higgins et
al. (2000); Del Tredici (2001); Burrows (2002); Vesk and
Westoby (2004); Pausas and Bradstock (2007); Poorter et al.
(2010).
Agradecimientos
Este trabajo fue parcialmente financiado por el InterAmerican Institute for Global Change Research (IAI)
CRN 2015 y SGP-CRA 2015, con el apoyo de la US
National Science Foundation (Grants GEO-0452325 y
GEO-1138881). El trabajo también fue financiado por
el FONCyT (PICT 20441 y 365), CONICET (PIP 20062011 11220080101532), SECYT-Universidad Nacional de
Córdoba - Argentina, y la US NSF (DEB-0620652). Los
autores agradecen especialmente a Phil Grime y la UCPEUniversity of Sheffield, y a Mark Westoby y la ARC-NZ
Network Vegetation Functionn-Macquarie University,
por inspirar la discusión y el desarrollo de la medición de
caracteres. Los autores también agradecen a Marcelo Cabido,
William Bond, Paula Tecco, Fernando Casanoves y Bryan
Finegan por sus valiosas discusiones. Los autores agradecen
a Diana Abal Solis y Juan Pablo Bellini por la asistencia
con las figuras y diagramas; y a Valeria Falczuk por la
asistencia técnica en el laboratorio. Los autores agradecen
los comentarios de Adrienne Nicotra, Hans Lambers y un
revisor anónimo, que ayudaron a mejorar la calidad del
manuscrito. Agradecemos a Cristina Ciarlante por su gran
ayuda en la edición y formateo de la versión en castellano
del manual. Muchos usuarios del manual anterior brindaron
información útil sobre las mediciones de caracteres.
Finalmente, agradecemos a las plantas de todo el mundo por
empezar a develar los secretos de su funcionamiento y sus
efectos sobre los ecosistemas.
74
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New handbook for measurement of plant traits Australian Journal of Botany
91
Apéndice 1. Resumen de todos los caracteres incluidos en este manual.
El rango de valores presentado en esta tabla corresponde a aquellos que pueden encontrarse en estudios de campo. Estos
rangos de valores están basados en estudios extraídos de la literatura así como en las bases de datos de los autores del manual.
Debido a esas razones los valores presentados no necesariamente corresponden a los rangos más amplios que es posible
encontrar en la naturaleza o que son posibles teóricamente. El número de réplicas recomendado indica un número mínimo y
un número preferido, de manera de obtener una indicación apropiada de los valores del carácter de interés. Cuando solo se
indica un valor, éste corresponde al número de individuos (=réplicas); cuando se indican dos valores, el primero corresponde
al número de individuos y el segundo al número de órganos que serán medidos por individuo (e.g. hojas). Debe notarse que
una réplica puede estar compuesta por varios individuos (en especies de pequeño tamaño), pero un individuo no puede ser
usado para diferentes réplicas. El rango de CV (coeficiente de variación) indicado corresponde a los percentilos 20o y 80o del
coeficiente de variación (=desvío estándar dividido por la media) según se ha observado a lo largo de distintas bases de datos
en un rango amplio de floras de distintos biomas.
92
Australian Journal of Botany Apéndice 1. (continuación)
N. Pérez-Harguindeguy et al.
New handbook for measurement of plant traits Australian Journal of Botany
93
Apéndice 1. (continuación)
Entre paréntesis se indican las unidades preferidas alternativas.
Solo se considera el tejido fotosintético; el espesor de hoja total puede ser mayor a 40 mm en algunas especies suculentas.
C
Los números de réplicas corresponden a los números de plantas individuales (réplicas) de las cuales recoger la hojarasca o broza; el
número de hojas dentro de cada muestra dependerá de su peso y del tamaño de la bolsa se descomposición.
A
B