Impacts des conditions environnementales sur la
nitrification, l’assimilation et l’ammonification dans
l’Arctique canadien
Mémoire
Gabrièle Deslongchamps
Maîtrise en Biologie
Maître ès sciences (M.Sc.)
Québec, Canada
© Gabrièle Deslongchamps, 2014
Résumé
Les principaux objectifs du présent mémoire étaient de quantifier les distributions horizontales et
verticales des flux azotés dans différents secteurs de la baie de Baffin et de la mer du Labrador
ainsi que d’évaluer la réponse de ces processus à diverses perturbations expérimentales
(exposition à la lumière, baisse de pH et enrichissement en ammonium) représentatives des
changements actuellement observés dans l’océan Arctique. Contre toutes attentes, les flux azotés
ont montré une réponse mineure aux traitements, impliquant toutefois une diminution locale de la
nitrification en présence de lumière dans un secteur caractérisé par une fraction supérieure d’eau
d’origine Atlantique. Ce dernier résultat suggère une réponse différentielle de la nitrification aux
changements de régime lumineux résultant de la fonte des glaces. Les conclusions découlant de
cette étude ont contribué à l’amélioration de notre compréhension du cycle de l’azote dans un
contexte de changements climatiques rapides.
iii
Table des matières
Résumé ........................................................................................................................................... iii
Table des matières ............................................................................................................................ v
Liste des tableaux .......................................................................................................................... vii
Liste des figures ..............................................................................................................................ix
Remerciements ................................................................................................................................xi
Avant-propos ................................................................................................................................ xiii
1. Introduction générale................................................................................................................. 1
1.1 Mise en contexte .................................................................................................................. 1
1.2 Le cycle de l’azote marin..................................................................................................... 1
1.2.1 Les différentes formes d’azote ...................................................................................... 2
1.2.2 Les étapes du cycle de l’azote ....................................................................................... 2
1.3 Problématique ...................................................................................................................... 4
1.3.1 Nutrition azotée et concept de production nouvelle et régénérée ................................. 4
1.3.2 Interactions entre la nitrification, l’assimilation et l’ammonification .......................... 4
1.3.3 Émission de GES .......................................................................................................... 5
1.4 Impacts des facteurs environnementaux sur le cycle de l’azote .......................................... 5
1.4.1 Disponibilité en lumière ................................................................................................ 6
1.4.2 Acidification ................................................................................................................. 7
1.4.3 Enrichissement en ammonium ...................................................................................... 8
1.5 Hypothèses et objectifs ...................................................................................................... 10
1.5.1 Hypothèses .................................................................................................................. 10
1.5.2 Objectifs ...................................................................................................................... 11
2. Impacts of environmental conditions on nitrification, ammonium uptake and ammonification
in Baffin Bay and Labrador Sea ..................................................................................................... 13
2.1 Résumé .............................................................................................................................. 13
2.2 Abstract .............................................................................................................................. 14
2.3 Introduction ....................................................................................................................... 15
2.4 Materials and Methods ...................................................................................................... 17
2.4.1 Study area and sampling design .................................................................................. 17
2.4.2 Nitrogen fluxes............................................................................................................ 18
2.4.3 Nutrients ...................................................................................................................... 20
2.4.4 Other measurements.................................................................................................... 20
2.4.5 DIN extractions ........................................................................................................... 21
2.4.6 Mass spectrometry ...................................................................................................... 21
2.4.7 Calculations................................................................................................................. 22
2.4.8 Nomenclature, data handling and statistical analyses ................................................. 23
2.5 Results ............................................................................................................................... 24
2.5.1 General ........................................................................................................................ 24
2.5.2 Vertical distribution of N cycling rates in the dark ..................................................... 24
2.5.3 Horizontal distribution of N cycling rates in the dark ................................................ 28
2.5.4 Response of N cycling rates to experimental treatments ............................................ 29
2.5.5 Principal component analysis ..................................................................................... 30
2.6 Discussion .......................................................................................................................... 33
2.6.1 Photoinhibition of nitrification ................................................................................... 33
v
2.6.2 Substrate availability and competitive interactions between nitrification and uptake 34
2.6.3 Temperature effect ...................................................................................................... 35
2.6.4 Ocean acidification ..................................................................................................... 36
2.7 Conclusion ......................................................................................................................... 37
3. Conclusions générales ............................................................................................................. 39
4. Références bibliographiques ................................................................................................... 43
5. Annexe A................................................................................................................................. 53
vi
Liste des tableaux
Table 2.1 Environmental variables measured at stations where vertical profiles of N fluxes were
assessed. Z: depth, T: water temperature, S: salinity, pH1: in situ pH measured before incubation,
Chl a: chlorophyll a concentration, NH4+: ammonium concentration, NO3-: nitrate concentration,
NO2-: nitrite concentration, % PW: percentage of Pacific water. .................................................. 25
Table 2.2 Environmental variables at stations where experimental treatments were assessed. Z:
depth, T: water temperature, S: salinity, pH1 : in situ pH measured before incubation, pH2 : pH
after the addition of HCl + NaHCO3, pH3 : pH after 24 h incubation, Chl a: chlorophyll a
concentration, NH4+: ammonium concentration, NO3-: nitrate concentration, NO2-: nitrite
concentration, % PW: percentage of Pacific water. No SCM (higher chl a concentrations) was
detected at stations 137, 138 and 140. ............................................................................................ 26
Table 2.3 Threshold of significance of environmental variables on the vertical and horizontal
distributions of nitrification (Nr), NH4+ uptake (ρ) and ammonification (Ar) rates measured in
dark. PAR: ambient light expressed as photosynthetic active radiation, Z: depth, T: water
temperature, S: salinity, Chl a: chlorophyll a concentration, NH4+: ammonium concentration,
NO3-: nitrate concentration, NO2-: nitrite concentration, r2: regression coefficient of the model, ns:
not significant. ................................................................................................................................ 29
Table 2.4 Pearson correlation coefficients (r) between dark rates of nitrification, NH4+ uptake and
ammonification on vertical and horizontal distributions................................................................ 29
Table 2.5 Nitrification rates and environmental parameters reported in the upper ocean (< 50 m)
from other studies. NA: data not available. .................................................................................... 36
vii
Liste des figures
Figure 1.1 Schématisation simplifiée du cycle de l’azote en milieu marin. AO : azote organique
(inclus l’azote organique particulaire et dissout); DNRA : réduction dissimilatrice du NO3- en
NH4+. ................................................................................................................................................ 3
Figure 1.2 Équilibre chimique entre les formes ammoniac (NH3) et ammonium (NH4+) en milieu
marin en fonction du pH du milieu. Figure modifiée à partir de Sawyer and McCarty (1978). ...... 8
Figure 2.1 Location of the sampling stations in Baffin Bay and Labrador Sea in the Canadian
Arctic during fall 2012. The western side (Canada) of the region is influenced by Pacific-derived
water from the central Arctic while the eastern side (Greenland) is characterized by a higher
proportion of Atlantic-derived water. Yellow symbols indicate stations where vertical
distributions of N fluxes were measured and red symbols indicate stations where experiments
were performed, for a total of 11 samplings at 10 locations (St 133 sampled twice). ................... 18
Figure 2.2 Flow diagram of the procedures used to obtain rates of nitrification, NH4+ uptake and
ammonification rates with the 15N tracer method. The isotopic enrichment of the 15N-NH4+ pool
was assessed by the diffusion method (Slawk and Raimbault 1995) while the enrichment of the
15
N-NO3- pool was assessed by the denitrifier method (Sigman et al. 2001)................................. 19
Figure 2.3 Vertical distribution of physico-chemical variables (temperature in red, NH4+
concentration in blue and NO3- concentration in green) and dark rates of nitrification, NH4+
uptake and ammonification (nmol l-1 d-1) in (A) Atlantic derived-water (St 133), (B) Pacificderived-water (St 147) and (C) a mixture of both water types (St 117). Note that the y-axes use
the logarithmic scale. Error bars provide the standard deviation of triplicates. ............................. 27
Figure 2.4 Horizontal distribution of potential nitrification rates (nmol l-1 d-1) at the (A) surface
and (B) SCM. Nitrification rates in surface water were not assessed in the northern part of BB.
Numbers indicate the highest, lowest and intermediate nitrification rates for each depth. ............ 28
Figure 2.5 Rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification (nmol l-1 d-1) in the different
experimental treatments (light, darkness, reduced pH + darkness, and enriched NH4+ + darkness)
at the surface of station 137. Error bars indicate triplicate standard errors. ................................... 30
Figure 2.6 Responses of nitrification, NH4+ uptake and ammonification to treatments for samples
originating from the surface (circles) and the SCM (squares) at experimental stations. For each N
cycling step, dark rates are plotted against rates measured (A) in the light (B) under reduced pH
in the dark and (C) under enriched NH4+ in the dark. Black symbols allow to track stations 137
and 138, the only ones for which nitrification rates were substantially and statistically (P < 0.05)
higher in the light than in the dark (red ellipse), on the other graphs. Error bars indicate triplicate
standard errors. ............................................................................................................................... 31
Figure 2.7 Principal component analysis (PCA) centered and reduced for stations where surface
and SCM nitrification rates were measured. (A) PCA factor loadings plot, (B) associated
repartition of stations and (C) histogram of eigenvalues. The orientation of the vectors relative to
each other indicates the correlation, anti-correlation and independence between variables.
Variables are correlated when their vectors have similar direction and anti-correlated when the
ix
direction are opposite. Vectors with perpendicular direction indicate independence between the
variables. The red ellipse refers to stations (St 137 and 138) where nitrification rates were higher
in darkness than in the light treatment (see Fig. 2.6a).................................................................... 32
Figure 2.8 Relationship between (A) the relative responses of nitrification and NH4+ uptake to
the light-dark treatment and (B) nitrification rate and specific NH4+ uptake rate in the light
treatment. In (A) the response is calculated in a mirror fashion for nitrification (dark/light) and
uptake (light/dark) since those should covary positively and in a 1:1 ratio under strict interference
competition (dotted line). Black symbols refer to stations 137 and 138. The size of the symbols
on both graphs refers to NH4+ concentrations (µmol l-1 d-1). ......................................................... 32
x
Remerciements
Je tiens à remercier toutes les personnes qui se sont impliquées au cours des nombreuses étapes
ayant mené à l'aboutissement de ce projet. Je remercie en premier lieu mon directeur de
recherche, Jean-Éric Tremblay, pour m’avoir épaulé tout au long de mes travaux de recherche
ainsi que de m’avoir permis de réaliser cette expérience enrichissante, tant au niveau
professionnel que personnel. Je tiens également à souligner l’aide précieuse de Jonathan Gagnon
qui m’a aidé pendant plusieurs étapes de mes travaux allant de la préparation des missions,
l’échantillonnage sur le terrain ainsi que l’analyse des données. Je remercie aussi Julie Granger
ainsi que sa professionnelle de recherche, Lija Treibergs, qui m’ont assisté et hébergé lors d’un
stage à l’Université du Connecticut durant lequel j’ai analysé une grande partie de mes
échantillons.
Un merci spécial à toutes les autres personnes qui m’ont assisté pendant mon travail sur le terrain,
entre autres, Amandine Lapoussière et Sylvain Blondeau, ainsi qu’à l’équipage du Henri Larsen
et les membres du Ministère des Pêches et Océans Canada qui, malgré quelques difficultés
techniques, m’ont permis d’obtenir toutes les données qui sont présentées dans le présent
manuscrit. Je tiens aussi à remercier Stephen Punshon et Melissa Wartman pour l’analyse des
données de pH, Christine Michel pour l’analyse des données de chlorophylle a ainsi que Patrick
Raimbault, Nicolas Schiffrine, Alexandre Forest et Josiane Mélançon pour leur aide
indispensable pour l'achèvement des calculs et des analyses statistiques.
Ces remerciements ne sauraient être complets sans mentionner le support de mes amis, qui ont
été de fidèles compagnons pendant toutes ces soirées passées à étudier et à rédiger mon mémoire,
et de ma famille, qui m’a toujours supporté. Votre présence a grandement contribué à ma
motivation et ma persévérance tout au long de ma maîtrise. Merci aussi à mes collègues de
bureau, Jean-Sébastien et Jonathan, avec qui j’ai partagé mes différents états d’âme durant les
dernières années.
Cette recherche a été supportée financièrement par le Conseil de recherches en sciences naturelles
et en génie (CRSNG), par ArcticNet et par les subventions du Fond québécois de la recherche sur
la nature et les technologies (FQRNT) à Québec-Océan.
xi
Avant-propos
Le présent mémoire expose les travaux de recherche effectués au cours de ma maîtrise, laquelle
fut réalisée sous la supervision du Professeur Jean-Éric Tremblay. Le manuscrit comporte trois
chapitres, dont une introduction et une conclusion générales. Le corps du mémoire, le deuxième
chapitre, est présenté sous forme d'article scientifique rédigé en anglais qui sera soumis sous peu
à la revue « Marine Ecology Progress Series ». Les noms des personnes ayant contribué à la
réalisation de ce dernier chapitre sont inscrits à la liste des coauteurs de l’article scientifique. Plus
exactement, ces coauteurs sont, dans l'ordre : Jean-Éric Tremblay1, Jonathan Gagnon1, Julie
Granger2 et Lija Treibergs2.
J'ai personnellement participé à chacune des étapes ayant mené à ce produit final, depuis la
planification des missions en mer et la préparation du matériel jusqu'à l'écriture entière du présent
manuscrit. L’intégralité de mes données a été récoltée au cours d’une mission en mer d’une durée
de six semaines à bord du Henry Larsen à l’automne 2012. J'ai également accompli la majorité
des analyses en laboratoire avec l’aide de Jonathan Gagnon (professionnel de recherche du
laboratoire) avant de procéder à l'analyse et à l'interprétation des résultats et d'entamer,
finalement, le processus rédactionnel.
Au cours de ma maîtrise, j’ai également eu le privilège de participer à trois autres missions en
mer à bord de l’Amundsen à l’été 2013 (Arctique canadien) et à bord du Helmer-Hanssen à
l’hiver et au printemps 2014 (Arctique norvégien). Ces missions ont été pour moi une occasion
unique d’acquérir de nouvelles compétences et expériences de travail. J’ai aussi eu la chance de
participer à sept congrès tant à l’échelle provinciale, canadienne, qu’internationale. Au cours de
ces divers congrès, j’ai présenté mes données à trois reprises sous forme d’affiches scientifiques
et deux fois sous forme de présentations orales. Encore une fois, je remercie mon directeur de
recherche pour m’avoir offert la possibilité de participer à toutes ses expériences.
1
2
Département de biologie et Québec-Océan, Université Laval, 1045 Avenue de la médecine, Québec, Québec G1V
0A6, Canada.
Department of Marine Sciences, University of Connecticut, 1080 Shennecossett Road, Groton, Connecticut, USA,
06340.
xiii
1. Introduction générale
1.1 Mise en contexte
Les changements climatiques associés à l’augmentation importante des concentrations de gaz à
effet de serre, notamment le dioxyde de carbone (CO2), sont susceptibles d’affecter plusieurs
processus biologiques. Des études ont montré une augmentation de 0,6 °C de la température
moyenne à l’échelle mondiale au cours des deux derniers siècles (ACIA 2005). La Terre a déjà
connu d’autres périodes de réchauffement, mais la rapidité de celle que nous vivons présentement
est préoccupante (Miller 2004), particulièrement dans l’Arctique où la fonte accélérée des
glaciers et la diminution du couvert de glace ont des répercussions locales et globales importantes
sur le niveau des océans et, probablement, sur certains grands cycles biogéochimiques. À cet
effet, les perturbations du cycle de l’azote pourraient avoir un impact majeur étant donné sa
relation étroite avec la productivité biologique et le cycle du carbone (Capone 2008). Il est bien
démontré que l’azote est une ressource limitante dans plusieurs régions océaniques, incluant
l’Arctique (Eppley et al. 1969; Caperon et Meyer 1972; McCarthy et Goldman 1979; Tremblay et
Gagnon 2009). Les microorganismes marins jouent un rôle capital puisqu’ils sont impliqués dans
toutes les étapes du cycle de l’azote (Ward 1986; Arrigo 2005) et que les autotrophes sont
responsables de la moitié de la production primaire globale (Behrenfeld et al. 2006). Des
fluctuations de la quantité totale d’azote et de la forme chimique sous laquelle on le retrouve
pourraient affecter la production primaire, le type d’organisme qui l’effectue, ainsi que la
production de l’oxyde nitreux (N2O), un puissant gaz à effet serre.
1.2 Le cycle de l’azote marin
Le cycle de l’azote à travers les différents réservoirs environnementaux est influencé par
plusieurs facteurs physiques, chimiques et biologiques (Chapin et al. 2004). L’activité humaine et
les nombreux facteurs naturels qui interviennent dans le cycle de l’azote rendent son étude
complexe d’un point de vue biogéochimique.
1
1.2.1 Les différentes formes d’azote
L’azote gazeux (N2) est une molécule très stable qui nécessite l’action d’enzymes spécialisées
pour être fixée, brisée puis assimilée. Les autres formes d’azote inorganique utilisables sont dites
« fixées » et, bien que disponibles pour un plus grand éventail d’organisme, sont généralement
peu abondantes dans la couche de surface de l’océan. Le nitrate (NO3-) correspond à l’état le plus
oxydé de l’azote. C’est la forme dominante d’azote biologiquement disponible dans les couches
intermédiaires et profondes bien oxygénées. Les organismes doivent toutefois le réduire en nitrite
(NO2-) puis en ammonium (NH4+) avant de l’assimiler. Le NO2- est un produit intermédiaire du
cycle. Il a une très courte durée de vie et est généralement toxique (Brandes et al. 2007). Le NH 4+
est, à l’opposé du NO3-, la forme la plus réduite de l’azote et la moins coûteuse à assimiler d’un
point de vue énergétique (McCarthy et al. 1977; Glibert et al. 1982). Pour cette raison, le NH4+
est souvent préféré par le phytoplancton et les autres microorganismes marins malgré la
prédominance du NO3- (Dortch 1990; Song et Ward 2007). Bien que le NH4+ soit généralement
moins abondant, il peut dominer dans les milieux pauvres en oxygène ou affectés par l’activité
humaine. On retrouve aussi l’azote dans la matière organique dissoute (AOD) et particulaire
(AOP). L’AOD est un mélange complexe de composition très variée alors que l’AOP est
principalement associée aux organismes, au détritus et aux sédiments (McCarthy et al. 1998). Il
existe d’autres composés azotés intermédiaires pouvant jouer des rôles clés (ex : N2O), mais
ceux-ci sont généralement très peu abondants (Gruber 2008).
1.2.2 Les étapes du cycle de l’azote
Le cycle de l’azote peut être divisé en quatre principales étapes : la fixation de l’azote,
l’ammonification (ou régénération de NH4+), la nitrification et la dénitrification (Fig. 1.1). En
milieu océanique, l’azote entre dans le système via plusieurs mécanismes (précipitations,
ruissèlement d’origine terrestre ou encore dépôt atmosphérique et solubilisation dans l’océan)
ainsi que sous différentes formes (Capone 2008). Bien qu’étant la forme dominante en milieux
océaniques, le N2 n’est pas directement utilisable pour la plupart des organismes (Sharp 1983).
Le principal mécanisme permettant la conversion du N2 en une forme biologique assimilable est
la fixation par les cyanobactéries diazotrophes (Zehr et al. 2000). Seulement quelques espèces de
procaryotes, incluant des bactéries photosynthétiques (cyanobactéries), sont capables de réduire
2
le N2 en NH4+, qui peut par la suite être assimilé dans les acides aminés, purines, glucoses ou
autres métabolites (Miller 2004; Cabello et al. 2004). L’ammonification comprend tous les
processus par lequel l’azote organique est transformé en NH4+ (décomposition bactérienne,
excrétion par le zooplancton, etc.). Ce processus permet de remettre l’azote sous sa forme la plus
facilement assimilable en circulation. Le NH4+ peut alors être assimilé par différents organismes
ou encore nitrifié, c’est à dire oxydé en NO2- puis en NO3- par l’action de bactéries marines
chimioautotrophes. La première et la seconde oxydation sont réalisées par des bactéries du
groupe Nitrosomonas et du groupe Nitrobacter, respectivement (Gruber 2008). En plus des
bactéries nitrifiantes, certaines archées contribuent également à l’oxydation du NH4+ (Ward
2008). Le NO3- peut alors être assimilé par les organismes ou retourné en N2 via la dénitrification
qui se déroule en milieu anoxique, soit dans les eaux profondes et le sédiment. Les bactéries
dénitrifiantes effectuent une chaine de réduction afin d’utiliser les groupements oxygènes
attachés au NO3- pour décomposer (respirer) la matière organique (Arrigo 2005). L’oxydation
anaérobique du NH4+ (annamox) est un processus découvert récemment (Mulder et al. 1995), qui
s’ajoute à la dénitrification pour permettre le retour de l’azote en N2 (Ward et al. 2007). Une
partie de l’azote qui entre dans les réactions de nitrification et de dénitrification est libéré dans
l’atmosphère sous forme de gaz à effet de serre, le N2O (Gruber 2008).
NH4+
N2O
fixation
AO
dénitrification
N2
NO2-
NO3Figure 1.1 Schématisation simplifiée du cycle de l’azote en milieu marin. AO : azote organique (inclus l’azote
organique particulaire et dissout); DNRA : réduction dissimilatrice du NO3- en NH4+.
3
1.3 Problématique
En Arctique, le couvert de glace saisonnier et les apports importants d’eau douce ou relativement
peu salée par les fleuves et l’océan Pacifique maintiennent une stratification verticale importante
qui limite le mélange des eaux et, par le fait même, l’apport de NO3- en surface (Carmack et
Wassmann 2006; Tremblay et al. 2008). Dans les eaux de surface pauvres en azote, les processus
microbiens qui affectent le recyclage et la transformation des nutriments sont reconnus pour être
d’une importance capitale pour soutenir la croissance du phytoplancton et l’écosystème pélagique
(Harrison 1980). En région polaire, toutefois, peu de choses sont connues sur ces processus, leur
réponse aux changements du milieu ainsi que leurs impacts sur la nutrition du phytoplancton et le
cycle de l’azote.
1.3.1 Nutrition azotée et concept de production nouvelle et régénérée
Le recyclage de l’azote à l’intérieur de la couche euphotique alimente la composante dite
« régénérée » de la production primaire totale (i.e., quantité de carbone fixé par unité de temps et
d’espace), tandis que la composante dite « nouvelle » dépend des apports d’azote provenant de
l’extérieur de cette couche (Dugdale et Goering 1967; Eppley et Peterson 1979). Cet azote
allochtone peut provenir de la fixation de N2 et de la remontée des eaux profondes sous forme de
NO3- (ex : évènements d’upwelling ou de mélange vertical) ou encore des précipitations et du
ruissèlement de l’azote organique et inorganique en milieu côtier (Tremblay et Gagnon 2009). En
milieu océanique, on considère généralement le NH4+ comme une source d’azote recyclée,
puisqu’il est mis en circulation à l’intérieur de la zone euphotique par l’ammonification de la
matière organique, et le NO3- comme une source allochtone puisqu’il est souvent absent de cette
zone et doit y être amené par des processus physiques (Ward 2008).
1.3.2 Interactions entre la nitrification, l’assimilation et l’ammonification
L’ammonification est vue comme étant la principale source d’azote recyclé (Sarmiento et Gruber
2006). Une fois disponible, le NH4+ présent dans les eaux bien oxygénées peut soit être assimilé
par les organismes marins ou oxydé par les procaryotes nitrifiants. Lorsque la nitrification se
produit dans la zone euphotique, elle fournit du NO3- « recyclé » qui peut être confondu avec du
4
NO3- allochtone puisqu’en pratique on suppose que le NO3- provient de l’océan profond. Au-delà
de cet enjeu opérationnel, la nitrification dans toute la colonne d’eau fait le lien entre la
régénération (production d’ammonium utilisable par les organismes) et la dénitrification (perte
d’azote du système) (Ward 1995). Elle soutient la chimiosynthèse (production primaire
procaryote), retire un peu d’azote du système en libérant un gaz à effet de serre, le N2O, et
transfère l’azote de sa forme la plus accessible à une forme oxydée coûteuse, voire même
impossible à assimiler pour certains organismes photosynthétiques ne possédant pas l’enzyme
nitrate réductase (ex : certaines souches de Prochlorococcus; García-Fernández et al. 2004;
Martiny et al. 2009). On peut ainsi voir l’assimilation du NH4+ et la nitrification, qui sont toutes
deux assujetties à la l’ammonification, comme des processus compétitifs avec des conséquences
distinctes pour la production primaire et le climat (Dortch 1990; Ward 2008). Ces trois étapes du
cycle de l’azote, pour lesquelles très peu de choses sont connues dans l’Arctique, ont été étudiées
plus en détail au cours du présent projet.
1.3.3 Émission de GES
Tel que mentionné précédemment, certaines étapes du cycle de l’azote (i.e., la nitrification et la
dénitrification) sont associées à la libération d’un produit intermédiaire, le N2O. Ce gaz à effet de
serre, 200 fois plus puissant que le CO2, contribue actuellement à environ 6 % du réchauffement
global (Ramaswamy et al. 2001). La nitrification favorise les émissions de N2O directement et
indirectement en fournissant le substrat pour la dénitrification dans les zones dépourvues
d'oxygène de la colonne d'eau et les sédiments. Ainsi, on estime que des changements dans les
taux de nitrification pourraient engendrer des conséquences importantes sur le climat en
modifiant les émissions de N2O dans l’atmosphère (Bange 2008).
1.4 Impacts des facteurs environnementaux sur le cycle de l’azote
Plusieurs facteurs, aussi bien physiques que biologiques, sont susceptibles d’influencer le cycle
de l’azote et, plus particulièrement, les processus de nitrification, d’assimilation et
d’ammonification (Hebert 1999). Dans les écosystèmes naturels, la croissance des populations de
microorganismes peut être limitée par plusieurs facteurs incluant la lumière, le pH et la
5
disponibilité en NH4+ (Jannasch et Mateles 1974). Par ailleurs, l’historique et la biodiversité
distincte des différentes masses d’eau qui transitent dans l’Arctique peuvent également influencer
ces processus azotés.
1.4.1 Disponibilité en lumière
La lumière joue un rôle important sur le cycle de l’azote dans les écosystèmes marins en
stimulant l’assimilation et l’excrétion d’azote inorganique ainsi qu’en inhibant la nitrification
bactérienne (Nelson et Conway 1979; Hooper et Terry 1973, 1974). Cependant, les travaux
portant sur l’effet de la lumière sur la nitrification sont en apparence contradictoires. Bien qu’il
existe plusieurs évidences de l’inhibition des bactéries nitrifiantes par la lumière (Ward 2008), la
découverte récente de l’importance des archées nitrifiantes en milieux océaniques a suscité de
nouveaux questionnements (Wutcher et al. 2006).
L’oxydation du NH4+ en NO2- puis en NO3- est réalisée à la fois par des bactéries et des archées
nitrifiantes (Miller 2004). Plusieurs études réalisées sur des cultures bactériennes en laboratoire et
en milieu naturel ont montré une photoinhibition de la nitrification bactérienne (Hyman et Arp
1992). Cette sensibilité des bactéries nitrifiantes à l’inhibition par la lumière a été utilisée pour
expliquer les faibles taux de nitrification souvent observés dans les eaux de surface ainsi que
l’accumulation importante de NO3- dans les eaux profondes (Guerrero et Jones 1996; Horrigan et
al 1981; Olson 1981; Ward et al 1982). Puisque certaines études ont indiqué que l’oxydation du
NH4+ est inhibée par la lumière, on s’attendrait à ce que la nitrification soit restreinte à la zone
aphotique et associée avec l’ammonification en profondeur (Horrigan et al. 1981; Ward 1986;
Vanzella et al. 1989). Cependant, des taux de nitrification importants ont été mesurés à l’intérieur
de la zone euphotique à quelques reprises (Yool et al. 2007; Ward 1987b; Dore et Karl 1996). La
récente découverte de l'importance des archées, dont certaines seraient possiblement moins
sensibles à l'inhibition de la lumière, pourrait expliquer la présence d’activité nitrifiante dans les
eaux de surface (Church et al. 2010).
En milieu polaire, Pedneault et al. (2014) ont étudié l’expression du gène de l’ammonium
monooxygénase (enzyme responsable de la première étape de la nitrification; amoA) afin de
déterminer le potentiel de nitrification du groupe d’archée Crenarchaeota. L’expression d’amoA
6
s’est avérée positive et répandue dans la colonne d’eau, étant même souvent plus marquée près de
la surface. Bien que ce résultat puisse être lié à une luminosité relativement faible dans l’Arctique
(découlant de l’angle solaire bas et de la couverture de glace), l’effet de la lumière sur les taux de
nitrification reste à quantifier dans cette région. Il est aussi important de noter qu’en milieu
naturel, l’inhibition de la nitrification pourrait être causée par l’interférence des algues qui
assimilent plus efficacement le NH4+ dans la couche euphotique, ce qui n’est pas incompatible
avec l’expression du gène amoA. Il donc probable que la nitrification soit plus importante dans la
partie inférieure de la zone euphotique, où l’on retrouve également un maximum de chlorophylle
a (SCM) dans l’Arctique (Martin et al. 2010).
En modifiant la quantité de lumière atteignant la colonne d'eau, la diminution rapide de la glace
de mer observée en régions polaires pourrait donc affecter le cycle de l’azote de diverses façons.
Une baisse des taux de nitrification par une photoinhibition plus intense pourrait réduire la
quantité d’azote disponible sous forme de NO3-, avantageant par le fait même les organismes qui
utilisent que le NH4+ comme source d’azote, en plus d’affecter les émissions de N2O vers
l'atmosphère.
1.4.2 Acidification
L’acidification des océans suite à la dissolution du dioxyde de carbone d’origine anthropique
dans l’eau de mer pourrait avoir des répercussions importantes sur l’écologie marine et les
processus biogéochimiques (Orr et al. 2005; Gattuso et al. 1997). Les résultats de l’étude de
Beman et al. (2011) suggèrent que l’acidification (ou baisse de pH) pourrait affecter le cycle de
l’azote en diminuant les taux de nitrification de façon importante au cours des prochaines
décennies. Cette réduction résulterait d’une modification de l’équilibre chimique entre
l’ammoniac (NH3) et le NH4+. Il a été démontré dans le passé que le NH3 (plutôt que le NH4+)
serait le véritable substrat de la nitrification étant donné sa plus grande affinité avec l’enzyme
amoA (Suzuki et al. 1974; Ward 1987a). Ainsi, lorsque le pH océanique baisse, une plus grande
part de l’azote se retrouve sous la forme NH4+ par rapport à la forme NH3 (Fig. 1.2), réduisant
ainsi la quantité de substrat disponible pour la nitrification et entrainant par le fait même une
diminution de la contribution relative du NO3- à l’azote inorganique total. Avec l’acidification
7
des océans, on peut donc s’attendre à ce que l’assimilation du NH4+ augmente au détriment des
processus de nitrification et de dénitrification (Hutchins et al. 2009). Toutefois, les résultats de
l’étude de Beman et collaborateurs (2011), réalisée en région relativement chaude, ne sont pas
directement extrapolables aux régions froides. Étant donné la plus grande solubilité du CO2 en
milieu polaire, une acidification plus importante des eaux est prévue en hautes latitudes (Fabry et
al. 2009). Aucune étude n’a encore relié les taux de nitrification, d’assimilation et
d’ammonification aux gradients spatiaux de pH importants observés dans l’océan Arctique
NH3 / NH4+ ratio
(Yamamoto-Kawai et al. 2009).
pH
Figure 1.2 Équilibre chimique entre les formes ammoniac (NH3) et ammonium (NH4+) en milieu marin en fonction
du pH du milieu. Figure modifiée à partir de Sawyer et McCarty (1978).
1.4.3 Enrichissement en ammonium
Étant la forme d’azote la plus facilement assimilable par les organismes d’un point de vue
énergétique, plusieurs étapes du cycle de l’azote sont fortement influencées par la disponibilité du
NH4+ dans la colonne d’eau. Lorsque mesurés en même temps, les taux d’assimilation sont
généralement plus élevés dans la partie supérieure de la zone euphotique alors que les taux de
nitrification sont plus importants en profondeur (Ward 1987b). Ce patron suggère que, dans les
eaux de surface bien éclairée, le phytoplancton assimile efficacement le NH4+ alors que les
procaryotes nitrifiants sont soit incapables de compétitionner pour le substrat ou encore inhibés
par la lumière. En contrepartie, dans la partie inférieure de la zone photique, la limitation par la
8
lumière empêche les organismes photosynthétiques d’assimiler efficacement le NH4+, ce qui
permet aux organismes nitrifiants d’utiliser le substrat disponible (Ward 2008). Bien qu’il
n’existe pas d’évidence directe de cette compétition entre les organismes photosynthétiques et
nitrifiants dans la colonne d’eau, des études réalisées dans la partie supérieure des sédiments ont
montré un avantage compétitif des algues benthiques par rapport aux communautés de bactéries
nitrifiantes (Risgaard-Petersen et al. 2004).
Les taux de nitrification sont étroitement dépendants de la quantité de NH4+ disponible dans le
milieu, et, par le fait même, des taux d’ammonification (Ward 1985). Un couplage des deux
processus est observé dans la colonne d’eau (Ward 2008). Il a été démontré que les taux de
nitrification diminuent rapidement en profondeur et que cette diminution est corrélée avec une
réduction du NH4+ mis en circulation par le recyclage (Ward 1986). En Arctique, l’augmentation
du ruissèlement et des apports de matières organiques d’origine terrigène dans certaines régions
pourrait potentiellement stimuler le relargage de NH4+ via la décomposition bactérienne (Peterson
et al. 2002). Un recyclage plus important de la matière organique libèrerait davantage de NH4+
dans le milieu marin qui pourrait par la suite être utilisé comme substrat par les organismes
nitrifiants. Des expériences réalisées en culture ont montré que le NH4+ a une influence de
premier ordre sur les taux de nitrification lorsque les concentrations du milieu se situent entre 10
et 100 µM. Toutefois, cette dépendance entre les concentrations en substrat et la nitrification est
beaucoup plus difficile à démontrer en milieu océanique où les concentrations sont généralement
beaucoup plus faibles (Ward 2008). Plusieurs expériences d’ajout de
15
NH4+ en concentrations
traces ont montré que la nitrification est indépendante des concentrations en NH4+ du milieu
(Olson 1981; Ward et Kilpatrick 1990). Cependant, davantage d’études sont nécessaires afin de
mieux comprendre cette corrélation entre les taux de nitrification et les concentrations ambiantes
en NH4+.
9
1.5 Hypothèses et objectifs
1.5.1 Hypothèses
Dans un but de mieux comprendre l’impact potentiel des changements physiques actuellement
observés en Arctique sur le cycle de l’azote, les hypothèses de recherches suivantes ont été
émises :
H1.
La lumière a un impact négatif sur les taux de nitrification, mais positif sur
les taux d’assimilation. Pour tester cette hypothèse, deux conditions
expérimentales ont été comparées : incubation au noir et incubation en condition
simulée de lumière (PAR ≈ 200 µmol de photons m-2 s-1).
H2.
L’acidification a un impact négatif sur les taux de nitrification, mais positif
sur les taux d’assimilation. Un ajout de HCl en combinaison avec du NaHCO3 a
été utilisé afin de réduire le pH du milieu d’environ 0.3 unité. Cette baisse
correspond au pH moyen envisagé en 2100 par l’IPCC (750 ppm). L’ajout d’acide
en combinaison avec les ions CO32- permet de diminuer le pH de l’échantillon sans
toutefois changer l’alcalinité du milieu et donc de simuler une baisse de pH telle
qu’observée en milieu naturel.
H3.
L’enrichissement en NH4+ a un impact positif sur les taux de nitrification et
d’assimilation. Pour tester cette hypothèse, 2 µM de 14NH4Cl ont été ajoutés aux
bouteilles d’incubation. Bien qu’élevée, cette concentration est parfois retrouvée
dans les eaux de surface et est donc représentative d’un enrichissement important
des eaux en substrat.
Des incubations d’une période de 24 heures ont été réalisées en présence d’un traceur isotopique
(15N) dans des incubateurs à température contrôlée. Étant donné l’abondance et la complexité des
facteurs qui contrôlent la régénération du NH4+ dans la colonne d’eau, aucune hypothèse
particulière n’avait été émise par rapport à ce processus.
10
1.5.2 Objectifs
Le premier objectif du présent projet était de quantifier les processus de nitrification,
d’assimilation, et d’ammonification à différentes profondeurs ainsi que dans différents secteurs
des mers de Baffin et du Labrador. La distribution verticale des taux de transformation d’azote a
été déterminée en incubant au noir des échantillons d’eau provenant de différentes profondeurs
(surface, SCM, minimum de température, maximum de température, maximum de NO3- et fond)
en présence d’un traceur isotopique (15N) pendant 24 heures. La distribution horizontale des
processus azotés a quant à elle été quantifiée par l’incubation au noir d’échantillons d’eau
récoltés à deux profondeurs dans la couche euphotique (surface et SCM) et provenant de
l’ensemble de la région océanique à l’étude. L’analyse de ces distributions a permis de quantifier
les taux de nitrification, d’assimilation et d’ammonification ainsi que de déterminer l’effet de
différents paramètres environnementaux (lumière, profondeur, pH, température, salinité,
concentration en nutriments et en chlorophylle a) sur ces processus.
Le deuxième objectif était de déterminer la sensibilité des processus de nitrification,
d’assimilation et d’ammonification à différentes perturbations expérimentales (éclairement,
acidification et enrichissement en NH4+). Pour tester ce dernier objectif, des échantillons d’eau
provenant de la couche euphotique (surface et SCM) ont été incubés sous les différentes
conditions expérimentales testées en présence de
15
N. La quantification de ces taux a permis de
déterminer l’impact de la lumière, du pH et de l’ajout de NH4+ sur les différents processus étudiés
et de déterminer leur réponse dans un contexte de changements rapides du climat.
11
2. Impacts of environmental conditions on nitrification,
ammonium uptake and ammonification in Baffin Bay and
Labrador Sea
2.1 Résumé
Dans l'océan Arctique, les conditions de croissance des organismes vivants sont en plein
changement; l'étendue, l'épaisseur et la persistance de la glace de mer saisonnière sont en déclin
rapide (affectant la disponibilité de la lumière et le mélange vertical), le ruissèlement d'eau douce
augmente et l'océan se réchauffe et s’acidifie. Toutefois, les répercussions de ces multiples
facteurs de stress sur le cycle de l’azote ainsi que sur la structure du réseau alimentaire polaire
sont encore mal définies et quantifiées. Au cours du présent projet, les effets de différentes
variables environnementales et de perturbations expérimentales sur les taux de nitrification ainsi
que leur interaction avec l’assimilation et le recyclage de l’ammonium ont été évalués en mers de
Baffin et du Labrador à l’automne 2012. Les résultats de l’étude montrent que la lumière n’a pas
d’impact négatif sur les taux de nitrification dans la zone euphotique, à l’exception de deux
stations caractérisées par une fraction plus élevée d’eau d’origine Atlantique. Ceci suggère que le
déclin continu de la glace de mer devrait avoir une incidence minimale sur la nitrification de
surface dans les eaux arctiques dérivées du Pacifique. Par ailleurs, l’enrichissement en
ammonium et la réduction du pH n'ont eu aucun effet perceptible sur les taux de transformation
de l’azote aux profondeurs échantillonnées. La baisse importante du pH océanique (i.e.,
acidification) prévue au cours du prochain siècle est donc peu susceptible d'affecter directement
le cycle de l’azote dans la partie supérieure de l'océan Arctique.
13
2.2 Abstract
In the Arctic Ocean, the growth conditions of living organisms are changing dramatically; the
extent, thickness and seasonal persistence of sea ice are declining rapidly (thereby affecting light
availability and vertical mixing), freshwater runoff is increasing and the ocean is warming and
acidifying. These multiple stressors are bound to alter nitrogen (N) cycling and the structure and
function of marine food webs, but their impacts are poorly quantified. Here we assessed the effect
of environmental variables and experimental perturbations on nitrification rates and their
interaction with ammonium uptake and ammonification in Baffin Bay and the Labrador Sea
during fall 2012. Light had no adverse impact on nitrification rates in the euphotic zone, except at
the two stations containing the highest fraction of Atlantic water. This result suggests that the
ongoing decline of sea ice should minimally impact surface nitrification within Pacific-derived
Arctic waters. Ammonium enrichment and pH reduction had no discernible effect on N cycling
rates at the depths sampled. The substantial drop in seawater pH (i.e., acidification) predicted for
this century is therefore unlikely to directly affect N cycling in the upper Arctic Ocean.
14
2.3 Introduction
The nitrogen (N) cycle controls the bioavailability of nitrogenous nutrients. It limits biological
productivity in several marine regions and ultimately constrains biogenic fluxes of the
greenhouse gases carbon dioxide and nitrous oxide (N2O) across the air-sea interface (Gruber
2008; Zehr 2002). As a limiting nutrient, N plays a particularly important role for primary
producers and marine microbes in many marine environments, including the Arctic Ocean
(Tremblay and Gagnon 2009). This small ocean is severely impacted by climate change (ACIA
2005) through drastic reductions in the extent, thickness and persistence of sea-ice. The loss of
sea ice increases the availability of light in the water column and may indirectly affect N cycling
through changes in vertical stratification, acidification and microbial activity. The impacts of
these perturbations on N cycling in the Arctic Ocean are still poorly understood.
Many forms of organic and inorganic N can be utilized by phytoplankton and other microbes, but
the reduced form, ammonium (NH4+), is the preferred source (McCarthy et al. 1977; Gilbert et al.
1982). In well-oxygenated waters, the NH4+ may either be taken up by autotrophs or oxidized by
nitrifying organisms. Nitrification occurs through two independent steps initiated by the
oxidation of NH4+ to nitrite (NO2-) and followed by the oxidation of NO2- to nitrate (NO3-), which
are mediated by different microorganisms (Ward 2008). While the first step was thought to be
performed by a limited number of ammonia-oxidizing bacteria (AOB), recent evidence indicates
that ammonia-oxidizing archaea (AOA) are also involved (Francis et al. 2007) and may even be
dominant in some areas (Horak et al. 2013).
Nitrification links the most oxidized (NO3-) and most reduced (NH4+) N pools and therefore
determines the overall proportion of each in marine waters (Gruber 2008). Because NH4+ is also
taken up by phytoplankton and other microbes in surface waters, nutrition may compete with
nitrification for NH4+, with different consequences for primary production and climate (Ward
2008). In oceanic waters the two processes depend on ammonification (often referred as NH4+
regeneration or recycling), which makes NH4+ available through various processes such as
bacterial decomposition and zooplankton excretion. Oceanic waters are usually depleted in NH4+
due to the rapid consumption of this N form by organisms (Gruber 2008). In this case the
recycling of NH4+ through ammonification is the main source of regenerated N in the upper
ocean (Raimbault and Garcia 2008) and possibly exerts a direct control on NH4+ assimilation and
15
oxidation (Tremblay et al. 2008). Otherwise the link between these N cycling rates and
ammonification is presumably tenuous when NH4+ has been accumulating or supplied from other
sources.
Light is thought to play an important role by stimulating the uptake and excretion of inorganic N
as well as inhibiting bacterial nitrification (Nelson and Conway 1979; Hooper and Terry 1973,
1974). Many culture-based and field observations showed photoinhibition of bacterial
nitrification (Hyman and Arp 1992). This susceptibility of marine nitrifying bacteria to inhibition
by sunlight was used to explain the accumulation of NO3- in deep waters (Guerrero and Jones
1996; Horrigan et al. 1981; Olson 1981; Ward et al. 1982). Although bacterial nitrifiers are
widely reported to be inhibited by natural light levels, nitrification does occur within the euphotic
zone (Yool et al. 2007). The recent recognition of the importance of AOA, some of which are
possibly less sensitive to light inhibition, could explain the presence of substantial nitrification
rates in surface waters (Church et al. 2010). However, what is interpreted as “light inhibition” of
ammonium oxidizing organisms (AOO) in the field can also result from interference competition
from phytoplankton, which have an advantage at high light levels (Ward 2008).
Nitrification may also be impacted by ocean acidification (Hutchins et al. 2009). Because NH3 is
thought to be the actual substrate used by nitrifying organisms (Suzuki et al. 1974; Ward 1987a),
a drop in pH might negatively affect AOO by shifting the equilibrium between uncharged
ammonia (NH3) and ammonium ions (NH4+) toward the latter (Zeebe and Gladrow 2001). The
projected reduction in seawater pH over the next century is expected to reduce the fraction of
NH3 by nearly 50%, from 6 % to 3 % (Bange 2008), suggesting a possible negative impact of
acidification on marine nitrification rates through a reduction in substrate availability. This effect
of pH is likely to be more manifest at low NH4+ concentrations, since there may otherwise be
enough NH3 available despite the shift in chemical equilibrium. A study realized in oligotrophic
(low NH4+ concentrations) and warm waters has shown a reduction up to 38% of nitrification
rates under lower pH (Beman et al. 2011). However, the effect of acidification on nitrification
rates in cold oceans such as the Arctic, where relatively high pH reductions are expected (Fabry
et al. 2009), has not been assessed.
The main objective of this study was to evaluate the impact of natural variations and
experimental perturbations of light, pH and NH4+ on nitrification and its interaction with NH4+
16
uptake and ammonification in the cold surface waters of the Arctic Ocean. The second objective
was to evaluate the vertical distribution of these rates in the water column. To do so we elected to
work in Baffin Bay (BB) and the Labrador Sea (LS), which are influenced by strong gradients in
the contribution of Atlantic and Pacific-derived water. The western BB and LS receive cold and
fresh Pacific-derived water from the central Arctic, while the eastern BB and LS are exposed to
relative warm and salty Atlantic-derived water (Tremblay et al. 2002). We hypothesized that (1)
N fluxes in the area vary according to the different characteristics of water masses and (2) light
exposure and reduced pH affect nitrification negatively while enriched NH4+ promotes higher
nitrification rates.
2.4 Materials and Methods
2.4.1 Study area and sampling design
This study was carried out aboard the Canadian research icebreaker CCGS Henry Larsen from 12
September to 16 October 2013 during a joint DFO-ArcticNet expedition. The work was
conducted in different sectors of BB and LS, two regions influenced by Pacific and Atlanticderived waters (Fig. 2.1). At each station, water samples were collected with a rosette sampler
equipped with 12L Niskin-type bottles (OceanTest Equipment Inc., n = 24), a conductivitytemperature-depth (CTD) profiler (SBE-911, Sea-Bird Inc.), a nitrate sensor (ISUS V2,
Satlantic), a chlorohyll fluorometer (Seapoint Sensors Inc.) and a sensor measuring
photosynthetically active radiation (PAR; QCP2300, Biosperical Instruments Inc.). All water
samples were pre-filtered on a 300three sites where the vertical distribution of N fluxes was assessed (stations 117, 133 and 147),
water samples were collected at six depths including the surface, subsurface chlorophyll
maximum (SCM), temperature minimum and maximum, NO3- maximum and bottom. At all other
stations, experimental perturbations were performed on water samples from the upper ocean
(surface and SCM) where light is susceptible to affect N cycling rates. At each station, the
targeted depths were chosen during the down cast of the CTD.
17
Figure 2.1 Location of the sampling stations in Baffin Bay and Labrador Sea in the Canadian Arctic during fall
2012. The western side (Canada) of the region is influenced by Pacific-derived water from the central Arctic while
the eastern side (Greenland) is characterized by a higher proportion of Atlantic-derived water. Yellow symbols
indicate stations where vertical distributions of N fluxes were measured and red symbols indicate stations where
experiments were performed, for a total of 11 samplings at 10 locations (St 133 sampled twice).
2.4.2 Nitrogen fluxes
The flow diagram presented in Fig. 2.2 provides an overview of the method. To determine
vertical profiles of nitrification, NH4+ uptake and ammonification rates in the dark, duplicate 600
ml water samples from six depths were incubated with 0.1 µM of
15
N-labelled NH4+ in
temperature-controlled incubators during 24 h. To standardize conditions, the temperature in the
incubators was set to 0˚C for the duration of the experiment. Incubations were terminated by
filtering through pre-combusted (450˚C) Whatman GF/F filters (25 mm in diameter, nominal
porosity of 0.7 µm). Filters were placed into 2 ml cryovials, dried for 24 h at 60˚C and stored dry
until further processing at the home laboratory. These filters were used to determine the final 15N
enrichment of the particulate nitrogen (PN) to determine net uptake. The filtrate was split in two
separate aliquots of 60 ml and 250 ml. The first was immediately frozen at -20˚C and the second
was poisoned with HgCl2 and stored at 4˚C in order to prevent bacterial activity during storage.
These aliquots were used to measure the isotopic
ml) and the
15
15
N enrichment of the dissolved NO3- pool (60
N enrichment of the dissolved NH4+ pool (250 ml). The same procedure was
repeated for non-incubated samples, which were filtered immediately after the addition of tracer,
in order to assess the initial 15N enrichment of filters and filtrates at time zero (t0).
18
Figure 2.2 Flow diagram of the procedures used to obtain rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification
rates with the 15N tracer method. The isotopic enrichment of the 15N-NH4+ pool was assessed by the diffusion
method (Slawk and Raimbault 1995) while the enrichment of the 15N-NO3- pool was assessed by the denitrifier
method (Sigman et al. 2001).
At all other stations, water samples from the surface and SCM were incubated in triplicates in
temperature-controlled incubators during 24 h with
15
N-NH4+ tracer under four different
experimental conditions: (1) simulated ambient light, (2) darkness, (3) darkness + reduced pH
and (4) darkness + enriched NH4+. Light in the incubators was set to about 200 µmol quanta m-2
19
s-1, which corresponds to the higher range of in situ irradiance measured in the upper mixed layer
during the expedition. The acidification (pH decrease) was according to Riebesell (2010) by
adding HCl in combination with NaHCO3. This method mimics the change in carbon chemistry
in the ocean by acidifying the sample without changing the alkalinity of the water. This
procedure resulted in a pH drop of 0.3 unit, which corresponds to the average ocean acidification
(750 ppm) predicted for 2100 by the IPCC (2007). The NH4+ enrichment was done by adding 2
µM of
14
N-NH4+ to the water samples prior the addition of the
15
N tracer. The final NH4+
concentration in bottles slightly exceeded the maximum in situ NH4+ concentrations observed in
the upper water column during the expedition. Handling of t0 samples, filtrations and postprocessing of filters and filtrates were done as explained above.
2.4.3 Nutrients
Concentrations of NH4+ were determined on fresh samples with the fluorimetric method (Holmes
et al. 1999). Others nutrients were collected into acid-washed 15-ml polyethylene tubes after a
filtration through a GF/F filter inserted in a filter holder to remove large particles. Nutrient
samples were quickly frozen and stored at -20˚C. Soon after the cruise, frozen samples were
rapidly thawed at home laboratory and concentrations of inorganic nutrients, NO3-, NO2- and
phosphate (PO43-), were determined using routine colorimetric methods adapted from Hansen and
Koroleff (2007) with a Bran and Luebbe Autoanalyzer III. The analytical detection limit was 0.02
µmol l-1 for NH4+ and NO2-, 0.03 µmol l-1 for NO3- and 0.05 µmol l-1 for PO43-. The percentage of
Pacific waters (%PW) was calculated from the nitrate and phosphate data according to Jones et
al. (2003).
2.4.4 Other measurements
Chlorophyll a (chl a) was determined with the fluorometric method (Parsons et al. 1984) by
filtering 500 ml to 1 l onto GF/F filters. Pigments were extracted in 90 % ethanol for 24 h at 4˚C
in the dark and concentrations were determined using a Turner Designs 10-AU fluorometer
(before
and
after
acidification).
The
pH
measurements
spectrophotometric method as explained by Dickson et al. (2007).
20
were
assessed
using
the
2.4.5 DIN extractions
The
15
N enrichment of dissolved NO3- (60 ml filtrate samples) was assessed with the denitrifier
method (Sigman et al. 2001; Casciotti et al. 2002; Granger 2011). Briefly, the water sample was
added to a bacterial culture of the denitrifying bacteria Pseudomonas aureofaciens (ATCC
13985), which lacks an active terminal N2O reductase. The volume of sample was adjusted to
achieve a final sample size of 10-20 nmoles N (5-10 nmol N2O), which was optimal for the
system used. The isotopic enrichment of the N2O was analyzed by mass spectrometry.
The
15
N enrichment of dissolved NH4+ pool (250 ml filtrate samples) was assessed with the
diffusion method (Slawk and Raimbault 1995). The sample was buffered with 250 mg of MgO to
raise the pH above 9 and 2 µM
14
N-NH4+ was added as a “carrier” to provide sufficient N for
mass spectrometric analysis. A strip of glass-fiber filter (GF/C) wetted with 50 µl of 0.5 N H2S04
was suspended above the sample to trap the liberated NH4+ (Paasche and Kristiansen 1982). The
bottle was then capped tightly and left for a week at 60°C in an oven. The strip was removed,
oven-dried at 60°C and stored in a desiccator for subsequent mass spectrometric analysis.
2.4.6 Mass spectrometry
The isotopic composition of N2O gas was analyzed with continuous flow Isotope-Ratio-MassSpectrometer (IRMS; Delta Plus, Thermo‐Finnigan) coupled with a gas bench. Filters from
incubations (GF/F) and diffusion method (GF/C) were dried again at 60°C during 48 h, wrapped
in tin foil and pressed tightly to evacuate air. Samples were then processed in an elemental
analyzer and a continuous-flow IRMS (Delta V Advantage, Thermo-Finnigan) using the
modified Dumas method (Fiedler and Proksch 1975). All isotopic enrichments were expressed as
atom% relative to internationally reference standards (L-glutamic acid, USGS-40, USGS-41 and
IAEA-N3) calibrated against N2. Isotopic ratios from the IRMS analyses were then used to
calculate nitrification, uptake and ammonification rates.
21
2.4.7 Calculations
Nitrification rates (Nr, in nmoles l-1 d-1) were calculated from the 15N enrichment in the dissolved
NO3- pool at the end of the incubation according to Christman et al. (2011).
(Eq. 1)
Nr =
[NO3- ] RNO-3
x
t
RNH +
4
where RNH4 and RNO3 are the 15N atm % excess enrichments in the NH4+ pool at the beginning of
the incubation and in the NO3- pool at the end of the incubation, respectively, [NO3-] is the
measured concentration of the NO3- pool and t represents the incubation time (in days). In all
equations, the final isotopic enrichment was corrected for the initial
15
N enrichment assessed
from the t0 samples (non-incubated).
Absolute rates of net NH4+ uptake (ρ, in nmoles l-1 d-1) were computed according to Dugdale and
Wilkerson (1986).
(Eq. 2)
net
r NH
=
+
4
RPON
x [PON]
RDIN x t
where RPON and RDIN represent the
15
N atom % excess enrichment in the PON and DIN pools,
respectively, and [PN] represents the final PN concentration. To correct NH4+ uptake rates for
isotopic dilution, we made RDIN in Eq. 2 equal to the mean of measured isotopic enrichments of
the NH4+ pool at the beginning and end of incubations. In cases where it is desirable to remove
the effect of biomass on rates, specific uptake rates were calculated by omitting the multiplication
by PON in Eq. 2.
In vitro ammonification rates (Ar, in nmoles l-1 d-1) were determined according to the BlackburnCaperon model (Blackburn 1979; Caperon et al. 1979) described by Laws (1984):
(Eq. 3)
22
æ æ Rf + / Ro + öö æ
[NH +4 ]F ö
NH 4
NH 4 ÷÷
+
ç
÷÷
Ar = ç ln ç
x
[NH
]
4 I
ç ç [NH + ] / [NH + ] ÷÷ çè
t
ø
4 F
4 I øø
è è
where [NH4+]I and [NH4+]F represent initial and final ammonium concentrations measured by
fluorometry before and after the incubation period t and RΟ and Rf are the initial and final excess
enrichments of the NH4+ pool.
2.4.8 Nomenclature, data handling and statistical analyses
For samples originating from the euphotic zone (upper mixed layer and SCM), all the rates
obtained from incubations in the light are considered as “unperturbed”. Nitrification rates
obtained in the dark with no manipulation of pH or substrate are considered as “potential”. All
other rates are “perturbed”. For samples originating from below the euphotic zone (vertical
profiles), all the rates were obtained in the dark and are considered “unperturbed”.
Spatial comparisons of nitrification rates were established using dark values only to attenuate the
effect of day-to-day variations in incident light on samples from the euphotic zone. Horizontal
comparisons of dark nitrification rates were established with samples originating from the
euphotic zone only since those were the most numerous (3 stations for vertical profiling + 8
experimental stations).
Prior to statistical analyses, all variables were tested for normality and homoscedasticity, using
Shapiro-Wilk test and residual diagrams, respectively. When required, a square-root
transformation was applied to the data. Multiple linear regression models were used to investigate
covariation among multiple predictors. Here, we assessed the effect of nine environmental
variables (ambient light, depth, ambient temperature, salinity, pH, chl a and the concentrations of
NH4+, NO2- and NO3-) on vertical and horizontal distributions of N fluxes and all significant
variables (P < 0.05) were isolated. Moreover, the degree of linear dependence between
nitrification, NH4+ uptake and ammonification rates were assessed using Pearson coefficients.
Analyses of variance (ANOVA mixed models) were used to assess the difference between
treatments at experimental stations. Regressions, Pearson coefficients and ANOVA analyses
were carried out using SAS version 9.2 software. A principal component analysis (PCA) was
conducted to explore interactions between environmental parameters and water masses
characteristics with R 3.0.2 software (package ade4).
23
2.5 Results
2.5.1 General
The environmental and biological variables measured during fall 2012 are summarized in Tables
2.1 and 2.2. Water temperature ranged from -0.7˚C to 6.6˚C at the surface (average of 3.4˚C in
the euphotic zone), increased with depth and was generally higher in the relatively salty Atlanticderived waters on the Greenland side than in the Pacific waters flowing south on the Canadian
side. Concentrations of all inorganic nitrogenous nutrients were generally low to moderate in the
euphotic zone, with higher values at the SCM than in the upper mixed layer. The highest
concentrations of ammonium (0.91 µM), nitrite (0.48 µM) and nitrate (4.61 µM) at the surface
were observed in the Atlantic waters occupying the eastern half of the Labrador Sea. Chlorophyll
a concentrations were generally low (< 1.5 µg l-1), except at the SCM of station 04 in northern
Baffin Bay (14.7 µg l-1).
2.5.2 Vertical distribution of N cycling rates in the dark
Dark rates of nitrification, ammonium uptake and ammonification on the vertical profiles ranged
from 0.1 to 34.0 nmol l-1 d-1, 0.1 to 29.0 nmol l-1 d-1 and 0.0 to 607 nmol l-1 d-1, respectively (Fig.
2.3). Potential nitrification rates varied considerably across stations and depths, but the vertical
pattern was qualitatively similar at all stations. The highest rate was generally measured in
intermediate waters (180 m at St 133, 90 m at St 147 and 86 m at St 177) with the highest value
recorded at station 147 on the west side of Labrador Sea. By contrast, maximum rates of dark
NH4+ uptake and ammonification were observed in the euphotic zone, except for ammonification
at station 117, where the vertical maximum was at 100 m. All rates declined to very low values in
deep waters. Dark ammonification rates were generally much greater than the sum of nitrification
and NH4+ uptake, except in the deep part of station 147.
24
25
147
133
117
Stations
Z
(m)
0-5
20
85
300
500
634
0-5
25
33
180
400
595
0-5
20
90
300
400
551
T
(˚C)
5.20
5.17
1.40
4.24
4.34
2.87
3.74
3.53
3.08
5.14
5.29
5.03
3.03
3.03
1.79
4.86
4.67
4.69
S
(‰)
32.2
32.2
33.7
34.7
34.8
34.7
31.5
32.0
32.5
34.9
35.0
35.0
32.4
33.3
33.8
34.9
34.9
34.9
8.05
8.04
7.98
7.95
7.93
7.87
8.02
8.03
8.01
7.95
7.94
7.96
7.75
8.01
7.94
7.92
7.92
7.92
pH1
Chl a
(µg l-1)
1.60
1.33
0.02
0.42
0.49
0.30
0.80
0.79
0.09
-
[NH4+]
(µmol l-1)
0.00
0.00
1.61
0.00
0.00
0.00
0.84
0.91
1.21
0.00
0.00
0.00
0.33
0.34
0.00
0.00
0.00
0.00
[NO3-]
(µmol l-1)
0.09
0.15
6.70
11.4
16.7
17.1
1.31
1.73
2.99
13.0
12.9
11.4
4.02
2.79
8.67
13.8
14.6
14.0
[NO2-]
(µmol l-1)
0.23
0.15
0.38
0.15
0.43
0.14
0.35
0.34
0.46
0.11
0.21
0.16
0.36
0.22
0.18
0.11
0.31
0.10
% PW
(%)
12.1
9.40
2.30
0.00
0.00
7.90
21.8
14.7
8.80
8.80
4.70
0.0
25.8
25.9
20.2
6.90
0.00
12.9
Table 2.1 Environmental variables measured at stations where vertical profiles of N fluxes were assessed. Z: depth, T: water temperature, S: salinity,
pH1: in situ pH measured before incubation, Chl a: chlorophyll a concentration, NH4+: ammonium concentration, NO3-: nitrate concentration, NO2-:
nitrite concentration, % PW: percentage of Pacific water.
26
140
138
137
133
98
47
32
4
Station
T
(˚C)
2.71
-0.47
3.20
-0.65
4.23
0.61
4.73
2.66
3.74
3.53
4.47
4.69
6.62
6.61
3.80
3.17
Z
(m)
0-5
30
0-5
35
0-5
38
0-5
27
0-5
25
4
24
0-5
30
0-5
29
32.0
33.4
33.8
33.9
33.9
32.9
33.1
S
(‰)
32.0
33.0
29.7
32.3
31.8
33.2
31.9
32.7
31.5
7.75
7.76
7.75
7.84
7.83
7.78
7.74
7.78
7.61
7.64
7.75
7.76
7.79
7.73
7.79
7.76
8.09
7.93
8.06
8.04
8.08
8.08
8.06
8.08
8.05
8.07
8.04
8.05
8.11
8.11
8.06
8.04
pH2
pH1
7.76
7.77
7.76
7.81
7.81
7.94
7.78
7.78
7.63
7.72
7.74
7.76
7.79
7.71
7.78
7.76
pH3
0.49
0.53
0.43
0.89
0.73
1.46
1.01
Chl a
(µg l-1)
0.31
14.7
0.17
1.73
0.36
0.45
0.48
0.98
0.42
0.91
0.08
0.07
0.70
0.44
0.42
0.32
[NH4+]
(µmol l-1)
0.00
0.00
0.00
0.51
0.00
0.22
0.00
0.22
0.84
1.73
4.61
5.98
2.24
2.54
1.25
2.52
[NO3-]
(µmol l-1)
0.14
3.40
0.00
2.41
0.00
1.08
0.00
0.40
1.31
0.34
0.19
0.19
0.48
0.35
0.25
0.30
[NO2-]
(µmol l-1)
0.10
0.61
0.10
0.18
0.10
0.34
0.13
0.14
0.35
14.7
14.8
8.30
0.00
3.10
17.2
18.8
% PW
(%)
35.3
42.8
44.2
69.0
33.8
19.3
33.8
19.3
21.8
Table 2.2 Environmental variables at stations where experimental treatments were assessed. Z: depth, T: water temperature, S: salinity, pH1 : in situ
pH measured before incubation, pH2 : pH after the addition of HCl + NaHCO3, pH3 : pH after 24 h incubation, Chl a: chlorophyll a concentration,
NH4+: ammonium concentration, NO3-: nitrate concentration, NO2-: nitrite concentration, % PW: percentage of Pacific water. No SCM (higher chl a
concentrations) was detected at stations 137, 138 and 140.
Figure 2.3 Vertical distribution of physico-chemical variables (temperature in red, NH4+ concentration in blue and
NO3- concentration in green) and dark rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification (nmol l-1 d-1) in (A)
Atlantic derived-water (St 133), (B) Pacific-derived-water (St 147) and (C) a mixture of both water types (St 117).
Note that the y-axes use the logarithmic scale. Error bars provide the standard deviation of triplicates.
27
All variables except NO2- and NO3- had a significant effect on the spatial distribution of potential
nitrification rates (r2 = 0.90) (Table 2.3). Variables with a significant effect on NH4+ uptake rates
measured in dark were depth, temperature, salinity and the concentrations of chl a and NO3- (r2 =
0.97). Dark ammonification rates were correlated with depth and NH4+ concentration (r2 = 0.94).
Pearson correlation coefficients indicated weak relationships between ammonification and
nitrification (r = 0.20) or NH4+ uptake (r = 0.34) but none between nitrification and NH4+ uptake
(r = -0.08) on the vertical distribution (Table 2.3).
2.5.3 Horizontal distribution of N cycling rates in the dark
Dark rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification in the euphotic zone were highly
heterogeneous across the region, ranging from 0.0 to 7.9 nmol l-1 d-1, 2.6 to 79.8 nmol l-1 d-1 and
6.2 to 266 nmol l-1 d-1, respectively (Fig. 2.4). The highest potential nitrification rates were
observed in the Labrador Sea.
Figure 2.4 Horizontal distribution of potential nitrification rates (nmol l-1 d-1) at the (A) surface and (B) SCM.
Nitrification rates in surface water were not assessed in the northern part of BB. Numbers indicate the highest,
lowest and intermediate nitrification rates for each depth.
In general, the environmental variables that affected horizontal differences in rates were the same
as those affecting their vertical distribution (Table 2.3). Potential nitrification rates were
correlated with almost all variables except light and NO2- (r2 = 0.75). Salinity, pH, chl a, NH4+,
and NO2- had a significant effect on uptake rates (r2 = 0.90). Dark rates of ammonification were
weakly (r2 = 0.42) correlated with ambient light, temperature, salinity, NO2-, and NO3-. Pearson
28
correlation coefficients showed inverse relationships between nitrification and NH4+ uptake (r =
-0.41) or ammonification (r = -0.26) and a weak positive one between ammonification and NH4+
uptake (r = 0.21) (Table 2.4).
Table 2.3 Threshold of significance of environmental variables on the vertical and horizontal distributions of
nitrification (Nr), NH4+ uptake (ρ) and ammonification (Ar) rates measured in dark. PAR: ambient light expressed as
photosynthetic active radiation, Z: depth, T: water temperature, S: salinity, Chl a: chlorophyll a concentration,
NH4+: ammonium concentration, NO3-: nitrate concentration, NO2-: nitrite concentration, r2: regression coefficient of
the model, ns: not significant.
Environmental
parameter
PAR
Z
T
S
pH
Chl a
NH4+
NO2NO3r2
Vertical distribution
Nr
ρ
Ar
< 0.001
ns
ns
< 0.01
< 0.01
< 0.001
< 0.001
< 0.001
ns
< 0.001
< 0.001
ns
< 0.001
ns
ns
< 0.001
< 0.001
ns
< 0.001
ns
< 0.001
ns
ns
ns
ns
0.05
ns
0.90
0.97
0.94
Horizontal distribution
Nr
ρ
Ar
ns
ns
< 0.01
NA
NA
NA
< 0.001
ns
< 0.001
< 0.001
< 0.001
< 0.001
< 0.001
< 0.01
ns
< 0.001
< 0.001
ns
0.04
< 0.001
ns
ns
< 0.001
< 0.001
< 0.001
ns
0.03
0.75
0.90
0.42
Table 2.4 Pearson correlation coefficients (r) between dark rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification
on vertical and horizontal distributions.
Nr
Nr
ρ
Ar
Vertical distribution
ρ
Ar
- 0.08
0.20
0.34
Horizontal distribution
Nr
ρ
Ar
- 0.41
- 0.26
0.21
2.5.4 Response of N cycling rates to experimental treatments
A detailed example of the response of nitrification, NH4+ uptake and ammonification rates to
experimental treatments is shown for station 137 (Fig. 2.5), although actual responses varied
across stations (see appendix A for detailed ANOVAs). To synthetize and compare experimental
responses between all stations, dark rates were plotted against rates obtained in the other
treatments Fig. 2.6). The light treatment negatively impacted nitrification at stations St 137 and
138 (black symbols) only (Fig. 2.6a). These stations did not stand out in the corresponding graphs
for NH4+ uptake and ammonification. In nearly all cases, NH4+ uptake was higher in the light
29
than in darkness. No clear effect of light exposure was found for ammonification rates. Other
treatments had no clear effect on the different N cycling steps, with the exception of a few
samples where NH4+ uptake was notably enhanced by NH4+ enrichment (Fig. 2.6b and c).
Ammonification rates under NH4+ treatment were not assessed.
Figure 2.5 Rates of nitrification, NH4+ uptake and ammonification (nmol l-1 d-1) in the different experimental
treatments (light, darkness, reduced pH + darkness, and enriched NH 4+ + darkness) at the surface of station 137.
Error bars indicate triplicate standard errors.
2.5.5 Principal component analysis
A PCA was used to characterize stations on the basis of environmental variables (Fig. 2.7). The
two axes of the PCA explained 58.7 % of the total variability (33.5 % for axis 1 and 25.2 % for
axis 2). Axis 1 was well represented by temperature on the positive side and the fraction of
Pacific water on the negative side. Axis 2 separated stations with high NH4+ concentrations on
the positive side from stations associated with salty and NO3--rich waters on the negative side.
Stations 137 and 138 (red ellipse) clearly stood out and were associated with relatively high
temperatures and a negligible fraction of Pacific-derived water. The SCM of station 04 was
characterized by higher chlorophyll a (14.7 µg l-1) while the SCM of station 32 was influenced by
a large fraction of Pacific-derived water (69.0 %) compared to all other stations.
30
Figure 2.6 Responses of nitrification, NH4+ uptake and ammonification to treatments for samples originating from
the surface (circles) and the SCM (squares) at experimental stations. For each N cycling step, dark rates are plotted
against rates measured (A) in the light (B) under reduced pH in the dark and (C) under enriched NH4+ in the dark.
Black symbols allow to track stations 137 and 138, the only ones for which nitrification rates were substantially and
statistically (P < 0.05) higher in the light than in the dark (red ellipse), on the other graphs. Error bars indicate
triplicate standard errors.
31
Axis 2
A)
25.2%
B)
133_Surf
St 133
(Surf)
+
NH4
Ammonium
St 133_SCM
133 (SCM)
32_SCM
St
32 (SCM)
St98_SCM
98 (SCM)
St 140_Surf
140 (Surf)
PW
% PW
Axis 1
Light
Light
33.5%
Depth
Depth
St138_Surf
138 (Surf)
St140_SCM
140 (SCM)
Temperature
Temperature
Nitrite
NO
2
138_SCM
St 138
(SCM)
ChlChla
a
15 2020 2525 3030
NO3
St 4_SCM
04 (SCM)
Salinity
Salinity
St137_SCM
137 (SCM)
15
10
10
% d'inertie
Nitrate-
5
C)
0
0
5
Eigenvalues
137_Surf
St 137
(Surf)
33.5
25.21
17.48
14.44
5.6
2.16
1.29
0.21
0.1
Figure 2.7 Principal component analysis (PCA) centered and reduced for stations where surface and SCM
nitrification rates were measured. (A) PCA factor loadings plot, (B) associated repartition of stations and (C)
histogram of eigenvalues. The orientation of the vectors relative to each other indicates the correlation, anticorrelation and independence between variables. Variables are correlated when their vectors have similar direction
and anti-correlated when the direction are opposite. Vectors with perpendicular direction indicate independence
between the variables. The red ellipse refers to stations (St 137 and 138) where nitrification rates were higher in
darkness than in the light treatment (see Fig. 2.6a).
B)
Nitrification (Light; nmol N l-1 d-1)
Nitrification response (Dark/Light)
A)
16
R2 = 0.57
12
8
4
0
0.6
R2 = 0.08
0.4
0.2
0.0
0
1
2
3
NH4+ uptake response (Light/Dark)
4
0
2
4
6
Specific NH4+ uptake (Light; nmol N l-1 d-1)
Figure 2.8 Relationship between (A) the relative responses of nitrification and NH4+ uptake to the light-dark
treatment and (B) nitrification rate and specific NH4+ uptake rate in the light treatment. In (A) the response is
calculated in a mirror fashion for nitrification (dark/light) and uptake (light/dark) since those should covary
positively and in a 1:1 ratio under strict interference competition (dotted line). Black symbols refer to stations 137
and 138. The size of the symbols on both graphs refers to NH4+ concentrations (µmol l-1 d-1).
32
2.6 Discussion
Understanding the factors that affect nitrification rates is crucial for our comprehension of
nitrogen cycling in marine systems (Dore and Karl 1996; Zehr and Ward 2002). For example,
nitrification affects the relative availability of reduced (NH4+/NH3) versus oxidized (NO3-) N
forms in the global ocean, thereby affecting a host of marine and atmospheric processes.
Assimilating NO3- is much more demanding for organisms and some do not have the enzymes
required to reduce it intra-cellularly (García-Fernández et al. 2004; Martiny et al. 2009).
Nitrification promotes emissions of N2O directly and indirectly by providing the substrate for
denitrification in oxygen-depleted zones of the water column and sediment. Light inhibition,
competition with phytoplankton, ocean acidification and other environmental parameters such as
NH4+ availability and temperature have all been shown to influence nitrification rates in previous
studies. Here we provide new information on how these factors impact nitrification in cold waters
of the western North Atlantic and Arctic oceans, as well as new insights into the potential
repercussions of the changing Arctic environment on N cycling. Although the oxidation of NH4+
to NO2- was not specifically measured here, the following discussion attributes observed
responses (or the lack of) to AOO since aerobic ammonia oxidation is the first and rate-limiting
step of overall nitrification (Yool et al. 2007; Ward 2002).
2.6.1 Photoinhibition of nitrification
Nitrification has been shown to be inhibited by light (Guerro and Jones 1996) and by competition
with phytoplankton and heterotrophic bacteria for NH4+ (Ward 2000, 2005). In our experiments,
the presence of light negatively affected nitrification at two stations only (St 137 and 138;
Fig. 2.6a). Although previous studies have demonstrated direct inhibition of bacterial nitrification
by sunlight (Olson 1981; Ward 1987b; Horrigan and Springer 1990; Guerrero and Jones 1996),
the effect of light on AOA is not fully resolved (Hu et al. 2010; Mincer et al. 2007; Church et al.
2010; Merbt et al. 2012), especially at northern latitudes where the light regime differs from all
other environments. There are indications that some AOA are insensitive to light, while others
show a moderate sensitivity relative to AOB (Santoro et al. 2010; Church et al. 2010).
33
A large contribution of archaea to prokaryotic assemblages has been documented in different
polar regions (DeLong et al. 1994; Wells and Deming 2003; Alonso-Sáez et al. 2008; Kalanetra
et al. 2009). Unlike temperate oceans, archaea in polar oceans can be abundant even in the
surface layer (DeLong et al. 1994). In a targeted survey of the archaeal amoA gene in northern
Baffin Bay, Pedneault et al. (2014) found ubiquitous and abundant amoA transcripts in surface
waters, which are typically composed of > 50% Pacific water (Tremblay et al. 2002). Moreover,
Kalanetra et al. (2009) found that archaeal amoA in the Central Arctic Ocean (also composed of a
large fraction of Pacific-derived water) was more than 900 times more abundant than bacterial
amoA. These observations are consistent with our experimental results showing that nitrification
rates in surface waters containing an important fraction of Pacific-derived waters are not affected
by light. A corollary to this interpretation is that AOB and/or light-sensitive AOA dominated the
active nitrifying community in the relatively “pure” Atlantic waters that entered the region in
southern Greenland (St 137 and 138), but this remains to be confirmed.
2.6.2 Substrate availability and competitive interactions between nitrification and
uptake
To investigate whether the lower nitrification rates recorded in the light treatment at stations 137
and 138 resulted directly from light exposure or from an adverse effect of NH4+ uptake, the rates
of nitrification and NH4+ uptake in the light treatments as well as the relative response of these
rates to darkness were compared (Fig. 2.8). The overall positive relationship between the
dark/light ratio of nitrification and the light/dark ratio of NH4+ uptake (Fig. 2.8a) suggests some
degree of interference competition, but the lack of negative correlation between absolute rates of
nitrification and uptake in the light suggests that competition did not have an overarching
influence at the scale of the entire survey region (Fig. 2.8b). At stations 137 and 138, the negative
response of nitrification to the light treatment was disproportionately high compared to that of
NH4+ uptake, implying that direct light inhibition rather than strict interference competition drove
most of the response (Fig. 2.8a). At other stations the stimulation of uptake by light was generally
associated with a null or slightly positive response of nitrification, providing further support for
the weak impact of competition on overall rates.
34
A corollary of the previous discussion is that substrate availability was sufficiently high to
support most of the combined demand of nitrifying and NH4+ assimilating organisms in the
euphotic zone throughout the survey area. Otherwise, organisms with a relatively high affinity for
a given substrate should have a competitive advantage over other species. A measure of this
affinity is given by the half-saturation constant (Km), i.e. the concentration supporting half the
maximum rate. Recent studies on the affinity of ammonia monooxygenase (the enzyme
catalyzing the first step of nitrification) for its substrate estimated a km of about 0.1 µmol N l-1
(total NH3 + NH4+) for AOA (Martens-Habblena et al. 2012; Horak et al. 2013). On the other
hand, reported km values for AOB are at least 60 times higher (8 µmol N l -1; Ward 1987a) and
often several orders of magnitude greater for many other AOB species (up to 100 µmol N l -1;
Cooper et al. 1983; Loveless and Painter 1968). Given the concentrations observed in the present
study, bacterial nitrification should be substrate limited at all depths and all stations, whereas
archaeal nitrification would generally be limited only in deep waters. This interpretation is
consistent with the positive correlation observed between dark nitrification rate and NH4+
concentration in the vertical profiles.
The high affinity of marine phytoplankton for NH4+ (Km ranging from 0.1 µmol N l-1 to 5 µmol N
l-1 for larger cells; Eppley et al. 1969) should allow these organisms to compete efficiently
against AOB in the euphotic zone. In this scenario, the similar affinities of AOA and
phytoplankton for NH4+ (km about 0.1 µmol N l-1) would be consistent with a prevalence of AOA
in waters where the light/dark treatment has no impact on nitrification rates. Conversely, the low
affinity of AOB for its substrate should lead to higher competition and thus, lower nitrification
activity where these organisms dominate. However, experimental NH4+ enrichment generally had
a very small impact on dark nitrification rates (Fig. 2.6c) and this impact did not differ between
stations 137, 138 and other ones. We therefore speculate that the dominant nitrifiers at stations
137 and 138 were light-sensitive AOA.
2.6.3 Temperature effect
A wide range of nitrification rates has been reported for the euphotic zone in previous studies
(Table 2.5). Temperature is not generally considered as the limiting factor in situ in tropical and
35
temperate oceans since nitrifiers are usually well adapted to ambient temperature (Ward 2008).
For instance, Horak et al. (2013) found no significant effect of experimental temperature shifts in
the 8 - 20 ˚C range. However, Christman et al. (2011) observed lower nitrification rates in colder
waters with moderate to high NH4+ concentrations. Their rates were similar to ours and those
observed in the oligotrophic North Atlantic Ocean, characterized by warm but NH4+ depleted
surface waters (Clark et al. 2008). This comparison and the positive correlation we observed
between dark nitrification rates and temperature in the euphotic zone suggests that potential
nitrification was constrained by temperature during fall in surface waters of Baffin Bay and the
Labrador Sea. Below the euphotic zone however, NH4+ concentrations were sufficiently low to
induce substrate limitation, consistent with the positive correlation observed between NH4+
concentration and dark nitrification rate on the vertical profiles.
Table 2.5 Nitrification rates and environmental parameters reported in the upper ocean (< 50 m) from other studies.
NA: data not available.
Nr
(nmol l-1 d-1)
T
(˚C)
S
(‰)
pH
[NH4+]
(µmol l-1)
Baffin Bay and
Labrador Sea
0.0 – 7.9
-0.7 – 6.6
29.7 – 35.0
7.6 – 8.0
0.00 – 0.91
Christman et al.
(2011)
Costal Arctic
ocean
0.2– 4.5
-1.7 – 5.1
22.0 – 35.3
NA
0.25 – 4.72
Beman et al.
(2012)
North Pacific
Ocean
0 – 200
30 – 20
NA
NA
0.00 – 0.25
Clark et al.
(2008)
North Atlantic
ocean
1 – 10
18 – 26
NA
NA
0.01 – 0.08
O’Mullan and
Ward (2005)
Monterey Bay,
California
21– 73
9.5 – 13.0
NA
NA
NA
Study
Location
Current study
2.6.4 Ocean acidification
Ocean acidification increases hydrogen ion concentration, which results in an apparent decrease
in the affinity of ammonia monooxygenase for its substrate (Suzuki et al. 1974; Ward 1987a).
This behavior has been interpreted as evidence that NH3, rather than the NH4+ ion, is the actual
substrate for nitrification. Previous experiments in the Atlantic and Pacific oceans showed a
substantial decline of nitrification rates (8% - 38% decline) with reduced pH (Beman et al. 2011).
This response was not observed in our study (Fig. 2.6b) despite the fact that the experimental pH
decrease here (-0.3 unit) was greater than the one (-0.1 unit) used by Beman et al. (2011). In the
36
context of our previous discussion, a likely explanation for this result is that cold temperatures
limited rates and that ambient concentrations of NH4+ + NH3 were sufficiently high to meet the
demand of AOA with a high affinity for NH3 in surface waters of Baffin Bay and the Labrador
Sea. Another explanation would be that NH3 was not the primary substrate of the AOO present at
our sampling stations. The notion that NH3 is the universal substrate for nitrification is based on
inference and a single study (Suzuki et al. 1974). Recent studies suggested that other N forms
such as urea might be used as substrate to fuel nitrification when microorganisms are exposed to
the low-energy conditions of the Arctic Ocean (Alonso-Sáez et al. 2012). Overall, our results
suggest that the impact of ocean acidification on nitrification is presently negligible in open
waters of the Arctic Ocean.
2.7 Conclusion
Our results provide new insights on the possible effects of rapid climate change on nitrogen
cycling in Pacific and Atlantic-derived waters. While nitrification rates varied between stations
and depths, this variability was small relative to the range of nitrification rates observed
throughout the World’s Ocean and the rates were generally low as a consequence of cold
temperatures. The negative response of nitrification to light in Atlantic-derived waters of the
Labrador Sea leads to the hypothesis that reductions in sea-ice cover in the Atlantic sector of the
Arctic Ocean (e.g. Barents Sea) may adversely affect this N cycling pathway in surface waters.
Conversely, the results for Pacific-derived waters suggest that nitrification in other sectors of the
Arctic will not be impacted negatively by ice loss. Furthermore, it seems unlikely that the
acidification of marine waters predicted for this century will directly affect nitrification, NH4+
uptake and ammonification in surface waters of the Arctic Ocean where temperature and
substrate limit N fluxes.
37
3. Conclusions générales
La productivité biologique de la majorité des écosystèmes océaniques, incluant l’océan Arctique,
est régulée par la disponibilité de l’azote (Boyce et al. 2010). La nitrification contrôle non
seulement la disponibilité des nutriments azotés en fournissant du NO3- dans les eaux de surface,
mais également son accessibilité en convertissant une forme réduite (NH4+) en une forme oxydée
(NO3-), cette dernière étant plus couteuse à assimiler. Les taux de nitrification sont influencés par
une multitude de facteurs, allant des variables physicochimiques du milieu à l’interaction avec les
autres processus azotés (i.e., l’assimilation et la régénération du NH4+). Ainsi, un changement des
taux de nitrification, via l’un ou l’autre de ses facteurs, pourrait avoir des répercussions
importantes sur la globalité de l’écosystème en modifiant la source d’azote disponible. Les
changements physiques actuellement observés en Arctique sont susceptibles de modifier de cycle
de l’azote de plusieurs façons. La fonte de la glace de mer (augmentation de la lumière dans la
colonne d’eau), l’augmentation des apports d’eau douce et du ruissèlement (changement des
apports en N) ainsi que l’acidification sont tous susceptibles d’affecter les différents processus
azotés.
Le premier objectif du présent projet était de quantifier les distributions verticales et horizontales
des taux de transformation de N ainsi que d’établir l’effet de différents paramètres
environnementaux sur ces processus. Une variabilité importante des taux a été observée entre les
stations et les profondeurs échantillonnées. Parmi les variables environnementales testées, la
température et la concentration en NH4+ semblent avoir exercé un contrôle majeur sur les taux
étudiés. Alors que les taux de nitrification sont limités par les basses températures dans les eaux
de surface, la faible disponibilité en substrat semble être la variable limitante en profondeur.
Le deuxième objectif consistait à explorer la réponse des flux azotés dans un contexte de
changements climatiques rapides. L’exposition à la lumière a eu un effet significatif sur les taux
mesurés en provoquant une augmentation générale de l’assimilation du NH4+ ainsi qu’une
diminution locale de la nitrification. L’analyse de la répartition des stations selon leurs
caractéristiques environnementales respectives a permis d’isoler un groupe de deux stations
correspondant à celles où des taux de nitrification différentiels ont été mesurés. Ces stations sont
39
caractérisées par la présence d’eau d’origine atlantique, soit chaude, salée, riche en azote et
pauvre en phosphate. D’un autre côté, les stations influencées par les eaux plus douces et froides
d’origines Pacifique montrent des taux de nitrification considérables même en présence de
lumière. Ces taux de nitrification différentiels entre les masses d’eau nous permettent de croire
qu’il existe une hétérogénéité fonctionnelle au sein des communautés de microorganismes
nitrifiants. Des échantillons d’ADN avaient également été récoltés à chacune des stations et
seront analysés sous peu afin d’établir la composition des communautés (i.e., dominance des
archées ou des bactéries nitrifiantes). Nous espérons que ces analyses pourront servir à expliquer
davantage cet effet négatif de la lumière observé à quelques stations.
L’acidification particulièrement sévère, prévue dans les eaux froides de l’Arctique, ne semble pas
être un enjeu majeur pour les transformations de l’azote en automne. En effet, contrairement à
nos attentes, aucune variation au sein des processus étudiés n’a été mesurée suite à une baisse
considérable du pH. Ces résultats vont à l’encontre de ceux obtenus lors d’une étude réalisée dans
des eaux chaudes et pauvres en NH4+. Les eaux froides et relativement riches en NH4+ de l’océan
Arctique pourraient expliquer nos résultats, suggérant que les processus microbiens au sein du
cycle de l’azote seraient davantage influencés par la température et les concentrations ambiantes
en NH4+ que par l’acidification du milieu.
Enfin, l’enrichissement en NH4+ ne semble pas non plus avoir influencé les flux d’azote, à
l’exception de quelques stations où les taux d’assimilation de NH4+ sont légèrement plus élevés
en présence d’une augmentation de substrat. Cette absence de réponse peut être expliquée par le
fait que les perturbations expérimentales ont été réalisées sur des échantillons provenant des
couches supérieures de l’océan, souvent caractérisées par des concentrations plus élevées en
NH4+. Ainsi, l’abondance du substrat disponible pour les différentes réactions aurait pu masquer
l’enrichissement artificiel. Cette hypothèse est supportée par le fait que la concentration en NH4+
s’est avérée être une variable significative à la fois pour les taux de nitrification et d’assimilation
lors de l’analyse des profils verticaux, suggérant donc que le NH4+ exerce un contrôle plus
important sur les réactions azotées dans les milieux où sa disponibilité est faible (i.e, les eaux
profondes). Malgré plusieurs tentatives infructueuses, les taux d’ammonification en présence
d’un enrichissement en NH4+ n’ont pas pu être calculés étant donné l’absence de valeur de
référence (t0 enrichit en 14NH4+) pour ces échantillons.
40
Notre compréhension des cycles biogéochimiques comme celui de l’azote est essentielle pour
prédire les conséquences des changements climatiques sur la disponibilité des nutriments azotés.
Cette étude constitue un important élargissement de nos connaissances quant aux processus
azotés en Arctique par la quantification des différentes interactions au sein du cycle de l’azote
ainsi
que
l’exploration
des
conséquences
potentielles
de
certaines
perturbations
environnementales sur ces taux. Bien que ce projet ait montré une influence importante de
certaines variables sur le cycle de l’azote, la complexité des interactions et des facteurs
chimiques, physiques et biologiques qui les contrôlent rend les prédictions encore difficiles.
41
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5. Annexe A
Table A1. Results from ANOVA for (A) nitrification, (B) ammonium uptake and (C)
ammonification rates. Materiality threshold (p-value) of each treatment (light exposure, reduced
pH and enriched NH4+) compared with dark treatment (control). NA: not available, ns: not
significant (P > 0.05), %: percentage of stations where a significant effect was detected.
Treatment
Surface
Light
NH4
pH
SCM
Light
NH4
pH
Treatment
Surface
Light
NH4
pH
SCM
Light
NH4
pH
Treatment
Surface
Light
NH4
pH
SCM
Light
NH4
pH
St 04
NA
NA
NA
St 04
ns
< 0.001
< 0.01
St 04
ns
ns
ns
St 04
ns
ns
ns
St 04
ns
ns
ns
St 04
ns
ns
ns
St 32
NA
NA
NA
St 32
ns
< 0.001
ns
St 32
ns
ns
ns
St 32
< 0.01
< 0.001
ns
St 32
ns
ns
ns
St 32
ns
< 0.001
ns
St
NA
47
NA
NA
St
NA
47
NA
NA
St 98
NA
NA
NA
St 98
ns
ns
ns
A)
Station
St 133
< 0.05
< 0.01
< 0.05
St 133
ns
ns
ns
St 137
< 0.001
< 0.05
< 0.001
St 137
< 0.001
ns
< 0.05
St 138
< 0.01
< 0.05
ns
St 138
< 0.01
NA
NA
St 140
ns
ns
ns
St 140
ns
ns
ns
%
75
75
50
%
29
33
33
St 47
< 0.05
< 0.01
ns
St 47
ns
ns
ns
B)
Station
St 98
St 133
ns
ns
ns
ns
ns
ns
St 98
St 133
ns
ns
ns
ns
ns
ns
St 137
< 0.01
< 0.05
ns
St 137
ns
ns
ns
St 138
< 0.05
ns
ns
St 138
ns
ns
ns
St 140
ns
ns
ns
St 140
ns
ns
ns
%
38
25
0
%
13
13
0
St 47
ns
< 0.001
ns
St 47
ns
< 0.001
ns
C)
Station
St 98
St 133
< 0.01
ns
< 0.001
ns
ns
ns
St 98
St 133
ns
ns
ns
< 0.001
ns
ns
St 137
ns
< 0.001
ns
St 137
ns
< 0.01
ns
St 138
ns
< 0.001
ns
St 138
ns
ns
ns
St 140
ns
< 0.001
ns
St 140
ns
ns
ns
%
13
63
0
%
0
50
0
53