TESCİLLİ HAŞHAŞ (Papaver somniferum L.)
ÇEŞİTLERİNDE SU STRESİNİN
ANTİOKSİDANT ENZİMLER ÜZERİNE ETKİSİ
Yahya KILINÇ
Yüksek Lisans Tezi
Biyoloji Anabilim Dalı
Yrd. Doç. Dr. İskender PARMAKSIZ
2011
Her hakkı saklıdır
T.C.
GAZİOSMANPAŞA ÜNİVERSİTESİ
FEN BİLİMLERİ ENSTİTÜSÜ
BİYOLOJİ ANABİLİM DALI
Yüksek Lisans Tezi
TESCİLLİ HAŞHAŞ (Papaver somniferum L.) ÇEŞİTLERİNDE SU STRESİNİN
ANTİOKSİDANT ENZİMLER ÜZERİNE ETKİSİ
Yahya KILINÇ
TOKAT
2011
Her hakkı saklıdır
TEZ BEYANI
Tez yazım kurallarına uygun olarak hazırlanan bu tezin yazılmasında bilimsel ahlak
kurallarına uyulduğunu, başkalarının eserlerinden yararlanılması durumunda bilimsel
normlara uygun olarak atıfta bulunulduğunu, tezin içerdiği yenilik ve sonuçların başka
bir yerden alınmadığını, kullanılan verilerde herhangi bir tahrifat yapılmadığını, tezin
herhangi bir kısmının bu üniversite veya başka bir üniversitedeki başka bir tez çalışması
olarak sunulmadığını beyan ederim.
Yahya KILINÇ
ÖZET
Yüksek Lisans Tezi
TESCİLLİ HAŞHAŞ (Papaver somniferum L.) ÇEŞİTLERİNDE SU STRESİNİN
ANTİOKSİDANT ENZİMLER ÜZERİNE ETKİSİ
Yahya KILINÇ
Gaziosmanpaşa Üniversitesi
Fen Bilimleri Enstitüsü
Biyoloji Anabilim Dalı
Danışman: Yrd. Doç. Dr. İskender PARMAKSIZ
Haşhaş (Papaver somniferum L.) Papaveraceae familyasında yer alan tıbbi öneme
sahip alkaloitleri içermesinden dolayı ticari önemi olan bir bitkidir. Su stresi, bitkiyi
tüm gelişim sürecinde etkileyen en önemli çevresel faktörlerden biridir. Bu çalışmada,
üç farklı su stresi seviyesinin (hafif, orta ve şiddetli) P. somniferum L. üzerine olan
etkisi araştırılmıştır. 5 ay süresince yetiştirilen 17 tescilli haşhaş çeşidinde su stresi
uygulamasının, katalaz (CAT), peroksidaz (POD), askorbat peroksidaz (APX) gibi
antioksidant enzimlerin aktiviteleri araştırılmıştır. Çalışılan 17 çeşide ait hafif su stresi
(%80) uygulamaları, CAT, enzimi aktivitesini kontrole göre önemli ölçüde, APX ve
POD enzim aktivitelerinde değişmelere neden olmuştur. Orta (%40) şiddette su stresine
maruz bırakılan çeşitlerde CAT aktivitesinde artma POD enzim aktivitesinde azalmaya,
APX aktivitesinde değişmeye sebep olmuştur. Yüksek şiddette (%20) su stresine maruz
bırakılan çeşitlerde APX ve CAT enzim aktivitesinde artmaya neden olurken POD
aktivitesinde azalmaya neden olduğu belirlenmiştir.
2011, 51 sayfa
Anahtar Kelimeler: Papaver somniferum L., Antioksidant enzimler, Su stresi
i
ABSTRACT
M. Sc. Thesis
EFFECTS OF WATER STRESS ON ANTIOKSIDANT ENZYMES IN REGISTERED
POPPY (Papaver somniferum L.) VARIETIES
Yahya KILINÇ
Gaziosmanpasa University
Graduate School of Natural and Applied Sciences
Department of Biology
Supervisor: Asst. Prof. Dr. İskender PARMAKSIZ
Oppium poppy (Papaver somniferum L.) belongs to Papaveraceae family and it is a
commercial plant because of its medically important alcoloid contents. Water stress is
one of the environmental factors that affect the plant in all of the development stages. In
this study, the effects of three different water stres levels (light, medium, severe) on P.
somniferum L. were investigated. The water stress was applied to 17 registered poppy
varieties that were grown for 5 months. The effects of water stress were investigated on
the activities of antioxidant enzymes such as catalaz (CAT), peroxidase (POD) and
ascorbate peroxidase (APX). Light water stress (80%) application caused significant
changes in CAT, and led to changes in APX and POD enzyme activities compared to
control. Medium water stress (40%) application caused an increase in CAT activity, a
decrease in POD activity and a change in APX activity. In varieties subjected to severe
water stress (20%) application, there was an increase in APX and CAT activities, while
there was a decrease in POD activity.
2011, 51 pages
Key Words: : Papaver somniferum L, Water Stress, antioxidant enzymes
ii
ÖNSÖZ
Yüksek lisans eğitimim süresince yardımlarını esirgemeyen, her konuda beni
yönlendiren değerli danışman hocam Sayın Yrd. Doç. Dr. İskender PARMAKSIZ’a, her
türlü laboratuar koşullarını sağlayan bölüm başkanımız Sayın Prof. Dr. Zekeriya
ALTUNER’e, çalışmalarımda her türlü desteğini esirgemeyen kıymetli hocam Sayın
Doç. Dr. Lokman ÖZTÜRK’e, laboratuar çalışmalarımda emeği geçen değerli
arkadaşlarım Öğr. Gör. Yakup ULUSU’ya, Arş.Gör. Dursun KISA’ya, Tuğba
GÜRKÖK’e, Eda ALTU’ya, Hasan DURUKAN’a, Gülşen BOZTEPE’ye ve Elif
KAYMAK’a, son olarak her zaman destekleriyle ayakta durduğum çok kıymetli aileme
sonsuz teşekkürlerimi sunuyorum.
Bu çalışma Gaziosmanpaşa Üniversitesi Bilimsel Araştırma Projeleri 2010-113 nolu “
Tescilli Haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinde su stresinin antioksidant enzimler
üzerine etkisi” projesi tarafından desteklenmiştir.
YAHYA KILINÇ
TOKAT 2011
iii
İÇİNDEKİLER
Sayfa
ÖZET ................................................................................................................................ i
ABSTRACT ..................................................................................................................... ii
ÖNSÖZ .......................................................................................................................... iii
İÇİNDEKİLER .............................................................................................................. iv
ŞEKİLLER DİZİNİ ....................................................................................................... vi
ÇİZELGE DİZİNİ ........................................................................................................ vii
1. GİRİŞ ........................................................................................................................... 1
2. LİTERATÜR ÖZETLERİ ......................................................................................... 3
2.1. Stres Tanımı ............................................................................................................... 3
2.2. Stres Faktörleri ........................................................................................................... 3
2.3. Stresin Teşvik Ettiği Fazlar........................................................................................ 4
2.3.1. Tepki Fazı ............................................................................................................... 4
2.3.2. Onarım Fazı ............................................................................................................ 4
2.3.3. Bitiş Fazı ................................................................................................................. 4
2.3.4. Rejenerasyon Fazı ................................................................................................... 4
2.4. Bitkilerde Su Stresi .................................................................................................... 5
2.5.Bitkilerde Kuraklık Stresinin Etkileri ......................................................................... 6
2.5.1. Kuraklık Stresinin Mekanik Etkileri ....................................................................... 6
2.5.2. Kuraklık Stresinin Metabolik Etkileri..................................................................... 8
2.5.3.Kuraklık Stresinin Oksidatif Etkileri ....................................................................... 8
2.6. Kuraklık Stresinin Fotosentez Üzerine Etkisi .......................................................... 10
2.6.1. Stomal Sınırlamalar .............................................................................................. 10
2.6.2. Stomal Olmayan Sınırlamalar ............................................................................... 10
2.7. Bitkilerin Stres Koşullarına Verdikleri Cevaplar..................................................... 11
2.7.1. Kaçınma ................................................................................................................ 11
2.7.2. Tolerans ................................................................................................................ 12
2.8. Antioksidant Sistem ................................................................................................. 12
2.8.1. Katalaz .................................................................................................................. 13
2.8.2. Peroksidaz ............................................................................................................. 13
2.8.3. Askorbat Peroksidaz ............................................................................................. 14
2.9. Papaveraceae Familyasının Genel Özelikleri ......................................................... 14
2.9.1. Papaver somniferum L. Bitkisinin Genel Özellikleri ........................................... 14
2.9.2. Türkiye’de Tescil Edilen Bazı Haşhaş Çeşitleri ................................................... 15
3. MATERYAL ve YÖNTEM ..................................................................................... 17
3.1. MATERYAL .......................................................................................................... 17
3.2. YÖNTEM ............................................................................................................... 19
iv
3.2.1. Çalışmada Kullanılan Kimyasal Maddeler ........................................................... 19
3.2.2. Çalışmada Kullanılan Cihazlar ............................................................................. 19
3.2.3. Çalışmada Kullanılan Çözeltiler ........................................................................... 20
3.2.3.1. Homojenat Tamponu ......................................................................................... 20
3.2.3.2. Katalaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler .............................. 20
3.2.3.3. Peroksidaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler ......................... 20
3.2.3.4.Askorbat Peroksidaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler .......... 20
3.2.3.5.Protein Miktarının Belirlenmesinde Kullanılan Çözeltiler ................................. 20
3.2.4. Katalaz, Peroksidaz, Askorbat Peroksidaz Aktivitelerinin ve Protein
Miktarlarının Belirlenmesi için Homojenat Hazırlanması .................................... 21
3.2.5. Katalaz Aktivitesinin Belirlenmesi ....................................................................... 21
3.2.6. Peroksidaz Aktivitesinin Belirlenmesi.................................................................. 21
3.2.7. Askorbat Peroksidaz Aktivitesinin Belirlenmesi .................................................. 22
3.2.8. Protein Miktarının Belirlenmesi ........................................................................... 22
3.2.9 İstatistik Analiz. ..................................................................................................... 23
4. BULGULAR .............................................................................................................. 24
4.1. Su Stresi Uygulamalarının Toplam Protein Miktarı Üzerine Etkisi ........................ 24
4.2. Su Stresi Uygulamalarının Askorbat Peroksidaz Aktivitesi Üzerine Etkisi ............ 28
4.3. Su Stresi Uygulamalarının Katalaz Aktivitesi Üzerine Etkisi ................................. 33
4.4. Su Stresi Uygulamalarının Peroksidaz Aktivitesi Üzerine Etkisi ............................ 37
5. TARTIŞMA ve SONUÇ ........................................................................................... 42
KAYNAKLAR .......................................................................................................... 46
ÖZGEÇMİŞ .............................................................................................................. 51
v
ŞEKİLLER DİZİNİ
Sayfa
3.1. Beş aylık büyüme peryodu sonunda kasa içerisindeki haşhaş bitkilerin
genel görünümü ....................................................................................................... 17
3.2. Protein tayininde kullanılan BSA standart grafiği ................................................... 23
4.1. Su stresi uygulamalarının toplam protein miktarı (mg/ml) üzerine etkisi ............... 25
4.2. Su stresi uygulamalarının APX aktivitesi üzerine görülen etkisi ............................ 29
4.3. Su stresi uygulamalarının CAT aktivitesi üzerine etkisi ......................................... 34
4.4. Su stresi uygulamalarının POD aktivitesi üzerine etkisi ......................................... 38
vi
ÇİZELGELER DİZİNİ
Sayfa
3.1. Haşhaş çeşitlerinin isimleri ...................................................................................... 18
4.1. Su stresi uygulamalarının toplam protein miktarı (mg/ml) üzerine etkisi ............... 25
4.2. Su stresi uygulamalarının askorbat peroksidaz aktivitesi üzerine etkisi.................. 29
4.3. Su stresi uygulamalarının katalaz aktivitesi üzerine görülen etkisi ......................... 33
4.4. Su stresi uygulamalarının peroksidaz aktivitesi üzerine etkisi ................................ 38
vii
1. GİRİŞ
Bitkiler hareketsiz olduklarından dolayı istenmeyen çevresel koşullara maruz
kalırlar. Kuraklık, aşırı sıcaklık, tuzluluk, radyasyon, manyetik ve elektriksel alanlar,
metal toksitesi, kirlilik ve patojenler, bitki büyümesi, gelişmesi ve ürün verimliliğini
olumsuz bir şekilde etkilemektedirler. Tarımsal üretim alanlarında su eksikliği,
toprakların verimliliğini olumsuz yönde etkileyen ve bitkisel verimi sınırlandıran en
önemli faktördür.
Dünya üzerindeki kullanılabilir alanlar stres faktörlerine göre sınıflandırıldığında, doğal
bir stres faktörü olan kuraklık stresi % 26’lık payıyla en büyük dilimi içermektedir.
Bunu % 20 ile mineral stresi ve % 15 ile soğuk ve don stresi takip etmektedir. Bunların
dışında kalan diğer tüm stresler % 29’luk bir pay içinde yer alırken, yalnızca % 10’luk
bir alan herhangi bir stres faktörüne maruz kalmamaktadır (Blum, 1986). Bu durumda,
kuraklık stresi büyümeyi ve verimi etkileyen en önemli çevresel faktörlerden biridir.
Bitkiler yaşamlarını sürdürürken topraktan kendileri için gerekli olan besin
elementlerini kökleri vasıtasıyla bünyelerine alabilmektedirler. Toprağın yapısında
değişik oranlarda bulunan besleyici özelliğe sahip çeşitli elementlere çimlenme, fide
gelişimi, çiçeklenme ve meyve oluşturma safhalarında gereksinim duyulur. Bitkilerin
bu elementlerden yeterince faydalanabilmeleri için toprak içinde bulunan su miktarı
oldukça önemlidir.
Dünyada Papaver cinsine ait yaklaşık 110 (Kapoor, 1997) türün 50 taksonunun
ülkemizde bulunduğu bildirilmiştir (Davis 1988, Seçmen ve ark., 1995, Güner ve
ark., 2000). Papaver somniferum L. ülkemizde ticari olarak yetiştirilen önemli bir tıbbi
bitkidir. Papaveraceae familyasına ait tek yıllık bir bitki olan Papaver somniferum
tohum, yağ ve önemli alkaloitleri için üretilir. 2008 yılı itibari ile yasal olarak 175.000
alana ekimi yapılıp 8000 ton afyon üretimi gerçekleştirilmiştir (Anonim, 2009).
2
Haşhaş en eski bilinen narkotik analjeziklerden biridir aynı zamanda değişik
alkaloitlerin kaynağıdır. Modern tıpta analjezik ilaç ve öksürük ilacı olarak
kullanılmaktadır (Peter, 2001).
Zengin alkoloit içeriği nedeniyle Papaveracea familyasına ait seksiyonların tıbbi alanda
kullanımı önemlilik arz etmektedir. Papaver somniferum kodein ve morfin eldesi
Papaver bracteatum ise tebain kaynağı amacıyla kullanılmaktadır (Parmaksız, 2004).
Bu tez çalışmasında ülkemizde yetiştirilen 17 tescilli Papaver somniferum L. çeşidinin
su ile enzim aktivitelerinin ilişkilendirilmesi amaçlanmıştır.
2. KAYNAK ÖZETLERİ
2.1. Stresin Tanımı
Bir çevrede devamlı olarak, ya da arada sırada meydana gelen çok sayıdaki olumsuz,
fakat hemen öldürücü olmayan koşullar stres olarak bilinir. Bir başka yaklaşımla;
bitkide metabolizmayı, büyüme ve gelişmeyi etkileyen veya engelleyen, uygun olmayan
herhangi bir durum veya madde stres olarak kabul edilir (Güler ve Avcıoğlu, 2004).
Levitt’e (1972) göre stres, bitkinin büyümesini ya da gelişmesini azaltabilen veya
tersine değiştirebilen çevresel durumlardaki olumsuz değişimdir.
2.2. Stres Faktörleri
Bitkiler yaşamları sürecinde pek çok stres olayları ve çok sayıda stres faktörleri ile
karşılaşmaktadırlar. Bitki üzerinde ender olarak tek başlarına etki yapabilen bu stres
olayları veya faktörleri, genellikle etkilerini eş zamanlı olarak gerçekleştirmektedirler.
Stres faktörleri, orijinlerine göre değişik şekillerde sınıflandırılabilirler. Stresörlerin
“biyotik” ve “fizikokimyasal” olarak iki grupta ele alındığı sınıflandırmada biyotik
faktörler, enfeksiyon oluşturan mikroorganizmaları (fungus, bakteri, virüs), zararlıları
(böcek, nematod) ve diğer organizmalarla rekabeti içermektedir. Fizikokimyasal
faktörler ise, sıcaklık, su, radyasyon, kimyasal, manyetik, elektriksel etkiler gibi çevre
parametrelerindeki sapmalar olarak belirlenmektedir. Diğer bir sınıflandırma şeklinde
ise stres faktörleri, doğal ve antropogenik olarak gruplandırılmaktadır. Bu durumda,
doğal stres faktörleri; yüksek ışık, ısı, üşüme, don, su azlığı ve fazlalığı, mineral
eksikliği ile böcek ve patojenleri kapsamaktadır. Antropogenik stres ise herbisitler,
fungusitler, pestisitler, havayı kirletici maddeler, ozon, fotooksidanlar, asit yağmurları,
toprak ve su, aşırı N uygulaması, ağır metaller, artan UV radyasyonu ve CO 2 seviyesi
gibi faktörleri içermektedir (Güler ve Avcıoğlu, 2004).
Çevresel stres, çok az veya çok fazla enerji girdisi ile ya da kimyasalın çok hızlı veya
yavaş olarak dolaşımı ile ortaya çıkmaktadır (Lichtenthaler, 1996; Edreva, 1998).
4
Stres faktörleri arasında kuraklık stresi bitki büyümesi, gelişmesi ve bitki verimliliğini
kısıtlayan en önemli abiyotik stres faktörlerinden biridir (Zhang ve Jiang, 2002; Chaves
ve ark., 2003; Martinez ve ark., 2007; Sankar ve ark., 2008).
Asraf ve Foolad (2007), dünya tarım alanlarının yaklaşık % 45’nin kuraklık stresine
maruz kaldığını belirtmişlerdir.
2.3. Stresin Teşvik Ettiği Fazlar
Stres faktörleri, bitkilerin strese karşı üç tepki fazını ve eğer zarar çok şiddetli değilse,
bu stresörlerin uzaklaştırılmasından sonra dördüncü olarak da rejenerasyon fazını
geçirmelerine yol açmaktadırlar. Böylelikle stres süresince organizma, karakteristik bir
fazlar dizinini izlemektedir (Larcher, 1995; Lichtenthaler, 1996)
2.3.1. Tepki Fazı: Katabolizmanın anabolizmaya üstün olduğu bir stres reaksiyonu ile
başlayan bu fazda normal yaşamsal etkinlikler için gereksinim duyulan yapısal (protein,
biyo-membranlar) ve fonksiyonel (biyokimyasal olaylar, enerji metabolizması)
koşullarda sapmalar meydana gelir. Ayrıca bu fazda canlılıkta gerilemektedir.
2.3.2. Onarım Fazı: Eğer uyartıların yoğunluğu değişmez ise protein veya koruyucu
maddelerin sentezi gibi tamir olayları bu fazda gerçekleşir. Ayrıca bu fazda adaptasyon
olayının gerçekleşmesi sağlanarak devam eden stres koşulları altında kuvvetlenmenin
arttığı bir dayanıklılık fazına geçiş meydana gelir.
2.3.3. Bitiş Fazı: Eğer stres dönemi fazla uzun sürerse veya stres faktörünün yoğunluğu
artarsa, bitiş fazı ortaya çıkmaktadır. Tolerans limitlerinin aşıldığı ve adaptif kapasitenin
aşırı yüklendiği durumlarda, kalıcı zararlar ve hatta ölüm de meydana gelebilmektedir.
2.3.4. Rejenerasyon Fazı: Senesens olaylarının dominant hale gelmelerinden önce ve
zararın çok yüksek olmadığı durumlarda stresörler uzaklaştırılırsa, bitkide fizyolojik
5
fonksiyonların
kısmi
veya
tam
rejenerasyonu
gerçekleştirilip
zarar
tamir
edilebilmektedir (Edreva, 1998; Gürel ve Avcıoğlu, 2004).
2.4. Bitkilerde Su Stresi
Kuraklık, genel anlamda meteorolojik bir olgu olup toprağın su içeriği ile bitki
gelişiminde gözle görülür azalmaya neden olacak kadar uzun süren yağışsız dönemdir.
Yağışsız dönemin kuraklık oluşturması; toprağın su tutma kapasitesi ve bitkiler
tarafından gerçekleştirilen evapo-transpirasyon hızına bağlı olarak gerçekleşmektedir
(Kozlowski ve Pallardy, 1997; Gürel ve Avcıoğlu, 2004). Bitki bünyesinde su eksikliği,
daimi transpirasyonun köklerle su alımını aştığı zaman ortaya çıkar. Örneğin şiddetli
transpirasyon koşullarında topraktan kullanılabilir suyun az olması halinde veya
köklerde metabolizmanın durması durumunda bitki su içeriği düşer (Aktura, 1990).
Son yıllarda, özellikle artan sıcaklık ve bunun beraberinde CO 2 etkisiyle yeryüzünün
iklimi gittikçe değişmektedir. Bu değişmeler, fotosentezden başlayarak bitki büyüme
gelişimini ve fonksiyonlarını da etkilemektedir. İklimsel değişimlerin etkisiyle oluşan
çevresel streslerin en önemlilerinden birisi kuraklık stresidir (Drake ve ark., 1997).
Bitkiler, sınırlı çevresel koşullara adapte olmayı sağlayacak bazı tolerans mekanizmaları
geliştirirler. Çoğu bitkide çeşitli kuraklık sakınma mekanizmaları gelişmiştir. Stresten
sakınma mekanizmalarından ilki çöl bitkilerinde görülür. Çölde kısa ömürlü olan
bitkiler yeterli yağmur periyodu sırasında büyür ve ürerler. Kuraklık periyodunda ise
dormant tohumlar meydana getirirler. Diğer bir sakınma mekanizması sukkulent
bitkilerde görülür. Bu bitkiler kuraklığa karsı sukkulent dokularında su depolayarak su
kaybını en az oranda tutarlar ve böylece uzun bir süre canlılıklarını sürdürebilirler
(Salisbury ve Ross, 1992).
Kuraklığı, ağır (akut), sürekli (kronik) ve fizyolojik kuraklık olmak üzere üçe ayırmak
mümkündür (Eriş,1990).
6
Akut (ağır) kuraklık, atmosferik değişiklikler sonucu (sıcaklığın artması, nemin hızlı bir
şekilde azalması gibi) ortaya çıkmaktadır. Akut kuraklık sonucu sürgün uçlarında
kuruma, büyüme ve gelişmede yavaşlamalar görülür. Kuraklığın ilk belirtisi
solgunluktur. Solgunluk noktası aşılmadığı sürece, bitkiye su verildikçe solgunluk geçer
(Çırak ve Esendal, 2006).
Sürekli (kronik) kuraklık, toprakta taban suyunun düşmesi sonucu görülen kuraklıktır.
Sürekli kuraklığa maruz kalan bitkilerde önce solgunluk, daha sonrada kuruma görülür.
Kuruma, metabolizma ve hücre yapısının tamamen bozulmasına ve enzimle
katalizlenen reaksiyonların durmasına neden olabilecek aşırı miktardaki su kaybı olarak
tanımlanabilir (Eriş, 1990; Smirnoff, 1993; Kalefetoğlu ve Ekmekçi, 2005).
Fizyolojik kuraklık ise toprakta yeterli miktarda su olmasına karşın, bitkinin bu sudan
faydalanamaması olarak tanımlanır. Toprağın su tutma kapasitesi, bitkinin emme
kuvvetinden fazla olması durumunda bitkiler suyu alamayarak kuraklık stresine
girmektedir. Toprakta meydana gelen yüksek tuz konsantrasyonu, toprak çözeltisinin
ozmotik değerini artırarak toprak suyunun bitkiler tarafından alınımını güçleştirmekte,
böylece bitkinin fizyolojik kuraklık ile karşı karşıya kalmasına neden olmaktadır (Çırak
ve Esendal, 2006).
2.5. BİTKİLERDE KURAKLIK STRESİNİN ETKİLERİ
2.5.1. Kuraklık Stresinin Mekanik Etkileri
Levitt (1980), kuraklık stresinin mekanik etkilerini, bitki hücrelerinden belirgin su kaybı
gerçekleştiği zaman bitkide turgor kaybıyla kendini gösteren birincil stres olarak
tanımlamıştır. Hücreden su kaybıyla beraber membran yapısı değişikliğe uğrar ve hücre
özsuyu konsantrasyonu artar. Stres altındaki plazma membranında gerçekleşen çökme
yırtılmalara, zarlar üzerine yerleşmiş olan hidrolitik enzimlerin serbest kalarak
sitoplazmanın otolizine neden olur. Bu zarar, normal hücresel metabolizmayı genelde
kalıcı olarak bozar. Oluşan bu etki sonucunda büyümede yavaşlama ve tugorda azalma
7
meydana gelmektedir (Güler ve Avcıoğlu, 2004; Kalefetoğlu ve Ekmekçi, 2005).
Karakaş ve ark. (1997), tütün bitkisinde yapılan bir çalışmada kuraklık stresi sonucunda
bitkilerin kuru ağırlıkların % 56 ile % 60 arasında değiştiğini bildirmişlerdir.
Bezelye bitkisinde yapılan bir çalışmada PEG 6000 kullanarak oluşan kuraklık
stresinde bezelye epikotillerinin gelişiminde önemli azalmalar olduğu, gelişim ve
ozmotik düzenleme ile turgor düzenlemesi arasında bir korelasyon olduğu belirlenmiştir
(Sanchez ve ark., 2004).
Quercus ilex türünde yapılan bir deneyde bitkiler 14 gün süresince kurak koşullarda
yetiştirilmiştir. Yaprak su potansiyeli stres başlangıcında -0,72 MPa iken, stresten 7 gün
sonra -0,99 MPa; 14 gün sonra ise -1,50 MPa’ya düşmüştür. 0. günde % 49,31 olan
RWC değerleri stresin 14. gününde % 40,77 düzeyine gelmiştir (Echevarri´a-Zomeno
ve ark., 2009).
Kiraz domatesinin 5 çeşidinde yapılan bir çalışmada kuraklık stresinin, bitki gelişimi,
biyomas üretimi ve yaprak oransal su içeriğinin (RWC) olumsuz etkilendiğini, APX ve
CAT enzim aktivitelerinin ise artış gösterdiği belirlenmiştir (Sanchez-Rodriguez ve ark.,
2010).
Mahdavi-Damghani ve ark., (2010) Papaver somniferum L. bitkisinde su stresinin
büyüme, gelişme ve ürün oluşumu üzerine etkisini araştırmışlardır. Su stresinin su
kullanma verimini artırdığını kısa vegetatif fazın su kullanma verimi üzerinden etkisi
olmadığını ancak alkoloid üretimini düşürdüğünü belirtmişlerdir. Su eksikliğinin
terlemeyi ve stomal iletkenliğini önemli oranda azalttığını, bununla beraber su
tutumuyla birlikte biyokütle üretimini artırdığını belirtmişlerdir. Çiçeklenmeden önce
yetersiz sulama bitkide suyu tutma ve yaprak gelişiminde indirgemeyi gerçekleştirir.
Dolayısıyla çiçeklenmeden önce %15 sulama çiçeklenmeden sonra normal süreci
devam ettirebileceğini belirtmişlerdir.
8
2.5.2. Kuraklık Stresinin Metabolik Etkileri
Hücre içeriğinin büyük bir kısmını oluşturması, taşıyıcı olması, hücresel reaksiyonlar ve
işlevler için çözücü rolü oynaması gibi fonksiyonel özelliklerinden dolayı suyun,
hücreden kaybı durumunda, normal regülasyon devam edemez ve metabolizma bozulur.
Su kaybına bağlı olarak gerçekleşen iyon-birikimi, membran bütünlüğünün ve
proteinlerin yapısının bozulmasına yol açarak hücreye zarar verebilir (Kalefetoğlu ve
Ekmekçi, 2005). Su kaybı sonucunda; proteinlerin yapısında bulunan hidrofobik ve
hidrofilik amino asitlerin su ile etkileşimleri bozulur (Campbell, 1991) ve bu durum da
protein denatürasyonlarına ve enzim inhibisyonlarına neden olur (Bray, 1997).
Su stresi esnasında meydana gelen başka bir hasar ise, DNA ve RNA gibi nükleik
asitlerin degradasyonudur. Kuraklık stresine maruz kalmış olan yapraklarda RNAaz
aktivitesi artmakta ve bu da enzimin bağlı durumdan serbest duruma geçmesinden
kaynaklanmaktadır (Kessler, 1961).
Halep çamı ile yapılan çalışmalar sonucunda kuraklık boyunca yapraklar önemli ölçüde
etkilenmiş ve Ca2+, Mg, Mn konsantrasyonları yükselmiş P, N ve K konsantrasyonları
ise indirgenmiştir (Thiec ve Manninen 2003).
Yuan-yuan ve ark. (2009), PEG uygulanan yapraklarda Ca2+ seviyesinin kloroplast ve
nükleusta arttığını, stres uygulamasının devam etmesi ile kloroplast ve nükleusta Ca2+
seviyesinin artışına devam ettiğini bildirmişlerdir. Araştırıcılar Ca2+’nın kuraklığa
dayanımda önemli bir role sahip olduğunu ancak şiddetli kuraklık streslerinde
kloroplastlarda meydana gelen bozulmaların Ca2+ birikimini azaltabileceğini ifade
etmişlerdir.
2.5.3. Kuraklık Stresinin Oksidatif Etkileri
Serbest radikallerin, özellikle aktif oksijen türlerinin (süperoksit molekülü, singlet
oksijen, hidrojen peroksit ve hidroksil radikallerinin) oluşumunu içerir. Serbest
9
radikaller, eşleşmemiş elektron içeren moleküller olup oldukça reaktiftirler. Bu
radikaller; plazma membranı, mitokondri, ER membranlarında da oluşabilir (Mckersie
ve Lehsem, 1994).
Suyun kısıtlı olduğu periyotlarda, vejetatif bitki dokularında oksidatif stresin en yaygın
nedeni kloroplastta gerçekleşen ışık-klorofil etkileşimleridir (Farrant, 2000).
Bitki su kaybetmemek için, genelde, stomalarını kapatır. Bu da fotosentezle fiksasyon
için gerekli CO 2 ’nin alımının kısıtlanmasına neden olur. Bu durum da fotosentetik
reaksiyon merkezlerindeki enerjinin aşırılığına neden olur (Stuhlfauth, 1990). Bu
durumda; NADP+ (fotosentezdeki e- akseptörü) kısıtlı hale gelir ve ferrodoksin NADP+
yerine oksijeni redükler; böylece, fotosistem I (PSI)’in elektronları O 2 ’ye transferi
sonucunda reaktif O 2 ˉ radikali üretilir (Mehler reaksiyonu) (Tambussi, 2000). Birçok
türde su stresi altında artan O 2 ˉ oluşum hızı lipid peroksidasyonuna, yağ asidi
doygunluğuna ve sonuçta membranların bütünüyle zarar görmesine neden olur (Sgherry
ve ark., 1996). Süperoksitin kendisi fazla reaktif değildir ve daha çok H 2 O 2 ve daha
sonra ˙OH oluşturmak suretiyle etkili olur (Halliwel ve Gutteridge, 1989). Hidrojen
peroksit Calvin döngüsünün birçok enziminin inaktivasyonuna yol açmaktadır (Kaiser,
1979; Charles ve Halliwel, 1980). Süperoksit ve hidrojen peroksidin ˙OH radikalini
oluşturmak üzere tepkimesi sırasında (Haber-Weiss reaksiyonu), artan demir ya da bakır
gibi diğer geçiş metalleri, bu reaksiyonları hızlandırmak suretiyle oksidatif hasarı daha
da artırabilir (Fenton reaksiyonu) (Smirnoff, 1993). Bunların yanı sıra, fotosistem II
(PS II)’deki suyu parçalayan bölgede de serbest radikal oluşabilir. Bitkilerde, oksidatif
zararın yol açtığı yıkıcı etkilerle mücadele etmek için, yağda çözünen ve membrana
bağlı
antioksidanlar,
suda
çözünen
antioksidanlar
(˙O 2
ve
H 2 O 2 ’nin
detoksifikasyonunda rol oynayan glutatyon ve askorbat) ve enzimatik antioksidanlar
(süperoksit
dismutaz,
katalaz, peroksidaz,
askorbat
peroksidaz
ve
glutatyon
redüktaz)’dan oluşan karmaşık bir antioksidan koruyucu sistemine sahiplerdir. Kuraklık
stresine maruz kalan bitkiler antioksidant savunma sistemlerin bazılarının ya da
tamamının aktivasyonu ile oksidatif stresin üstesinden gelebilirler (Srivalli ve ark.,
2003; Jung, 2004; Ramachandra ve ark., 2004; Pinheiro ve ark., 2004). Bununla
beraber, uzun süreli ve akut; hatta bazen kısa süreli stres durumunda bile, savunma
10
mekanizmalarının kapasiteleri aşılır ve bu durum, gözle görülür zararlara ve hatta bitki
ölümüne neden olabilir (Alexieva, 2003).
2.6. Kuraklık Stresinin Fotosentez Üzerine Etkisi
Kuraklık bitkide fotosentezi büyük oranda azaltmaktadır. Kuraklık stresi ile toplam
yaprak alanı azalmakta ve fotosentez yavaşlamaktadır. Kuraklık stresi koşullarında
fotosentez stomaların kapanmasına bağlı olarak sınırlanırken, uzun süreli ve şiddetli
streslerde stomalar dışındaki faktörlerce engellenmektedir.
2.6.1 Stomal Sınırlamalar
Kuraklık stresi altında fotosentezdeki ilk azalma stomaların kapanması ve CO 2
absorbsiyonunun azalmasıyla ortaya çıkar (Lima, 2002). Kuraklık stresine maruz kalan
bitkiler hidrolik sinyaller (yaprak su potansiyeli, hücre turgoru) ve kimyasal sinyaller
(absisik asit) nedeniyle stomalarını kapatır. Köklerde sentezlenen ve transpirasyon
akıntısıyla bekçi hücrelerine taşınan absisik asit (ABA), bekçi hücrelerindeki ABA
reseptörüne bağlanarak, su stresi koşulları altında stomaların kapanmasını sağlar (Teiz
ve Zeiger, 1998).
2.6.2. Stomal Olmayan Sınırlamalar
Fotosentez genel olarak kloroplastlarda meydana gelmektedir. Fotosentez, kloroplastik
faktörler nedeniyle de azalmaktadır. Kloroplastların stoma bölgesinde CO 2 ’yi fiske
eden ve indirgeyerek organik bileşiklere dönüşmesini sağlayan ribuloz bisfosfat
karboksilaz gibi enzimlerin su kaybı ile aktiviteleri azalmakta, dolayısıyla CO 2
fiksasyonu zarar görmektedir. Başlangıçta fotosentez stomal faktörler tarafından
azaltılmakta ise de, kuraklık stresinin devam etmesi ve şiddetinin artmasıyla kloroplast
ve enzim aktivitesi depresyona uğramakta, bundan dolayı fotosentez stomalar dışındaki
faktörler tarafından azaltılmaktadır. Ayrıca kuraklığın ileri safhalarında mezofil
11
hücrelerinin hücre duvarının difüzyon direnci artmakta ve böylece mezofil hücrelerine
CO 2 girişi önlenmektedir (Çırak ve Esendal, 2006).
Fotosentezin stomatal olmayan sınırlanması; kloroplast lipidlerinin, pigmentlerinin ya
da proteinlerinin oksidatif olarak hasar görmesiyle ilişkili olabilir (Tambussi, 2000).
Bitkilerde fotosentetik kapasite, ortamın ışık yoğunluğu ve oransal su kapsamının
değişimine bağlı olarak da etkilenmektedir.
Asraf ve ark. (2002), kuraklık stresi sonucu fotosentezin, stomaların kapanması ve
fotosentezde görevli enzimlerin engellenmesi sonucu azaldığını ifade etmişlerdir.
Xu ve Zhou (2008), kuraklık stresi altında fotosentezde meydana gelen sınırlamanın
stomal ve stomal olmayan faktörler sonucu meydana gelebileceğinin, bu etkinin stresin
şiddetine ve çeşit özelliğine bağlı olarak değişebileceğini ifade etmişlerdir. Araştırıcılar
su stresinin fotosentez ve stoma yoğunluğunu etkilediğini, çimde yaptıkları bir çalışma
sonucunda orta şiddette devam eden su stresi koşullarında stoma sayısının arttığı ancak
çok şiddetli su stresi karşısında stoma sayısının da azalma eğilimi gösterdiğini
bildirmişlerdir. Stoma boyutu kuraklık stresi ile azalırken, stoma yoğunluğunun stoma
geçirgenliği, net CO 2 asimilasyon oranı ve su kullanım etkinliği ile pozitif bir ilişkisi
olduğunu bildirmişlerdir.
2.7. Bitkilerin Stres Koşullarına Verdikleri Cevaplar
Bitkilerde stres faktörlerine karşı iki farklı tepki gözlenmektedir: Bunlar; stres
faktörlerinden kaçınma veya bunlara karşı toleranstır (Cruz de Carvalho ve ark., 1998).
2.7.1. Kaçınma
Stres faktörlerinin bitki dokularına girişinin önlenmesini veya azaltılmasını ifade
etmektedir. Stresten kaçınma mekanizmasından ilki bitkinin çevre ile temas halinde
olduğu yüzeylerinde morfolojik ve kimyasal kompozisyondaki değişimlerdir. Bu
12
değişimler yaprak ayasının alanı ve kalınlığı, stomaların büyüklüğü ve yoğunluğu,
kütikulanın kalınlığı ve kimyasal kompozisyonu, yaprak ve kök salgılarında toksik ve
engelleyici komponentlerin oluşumunu içermektedir.
Stresten kaçınma mekanizmasından ikincisi olan ontogenetik değişmeler ise stres
olayından önce dormant ontogenetik faza (tohum, yumru oluşumu) geçiş sağlanarak,
bitki üretkenliği garantili hale getirmektir.
2.7.2. Tolerans
Stres faktörlerinin etkisini elimine etme, azaltma veya tamir etme mekanizmalarını ifade
etmektedir. Bu tepki tipi, doku seviyesindeki değişiklikleri (sakızların, yara
periderminin oluşumu gibi), subselüler seviyedeki değişiklikleri (duvar ilavelerinin;
membran, kloroplast ve hücre duvarı modifikasyonlarının oluşumu gibi), moleküler
(sekonder metabolitlerin, polisakkaritlerin, fenol polimerlerinin ve stres proteinlerinin
sentezi) ve submoleküler seviyedeki değişiklikleri kapsamaktadır (Edreva, 1998).
2.8. Antioksidant Sistem
Antioksidantlar, hem doğrudan hem de dolaylı olarak ilaçların, karsinojenlerin ve bazı
toksik radikal reaksiyonlarının istenmeyen etkilerine karşı hücreleri koruyan
maddelerdir. Vitamin A, C, E, beta-karoten, metallotionin, poliaminler, melatonin,
NADPH, adenozin, koenzim Q-10, ürat, ubikinol, polifenoller, flavonoidler,
fitoöstrojenler,
sistein,
homosistein,
taurin,
metiyonin,
s-adenozil-L-metiyonin,
resveratrol, nitroksidler, GSH, bu gruba giren antioksidantlar arasındadır (Mercan,
2004).
Bitkiler antioksidant sistem sayesinde kendilerini çevrenin zararlı etkilerinden
(sıcaklık, radyasyon, ağır metal kirliliği vb.) korurlar. Süperoksit dismutaz, katalaz ve
peroksidazlar gibi bitki antioksidant sisteminin parçası olan bir grup protein, kuraklığın
neden olduğu oksidatif stres sonucu hızla aktive edilir. Antioksidant sistem antioksidant
13
enzimler ve antioksidant bileşiklerden oluşmaktadır. Antioksidant enzimler; süperoksit
dismutaz, katalaz, askorbat peroksidaz ve glutatyon redüktaz gibi çok sayıda enzimi
içermektedir. Antioksidant bileşikler ise karotenoidler, ksantofiller, askorbik asit,
glutatyon ve tokoferoller gibi çok sayıda bileşikten meydana gelir. Olumsuz çevre
şartları bitkilerde stres metabolitlerinin birikimini artırır. Prolin, stres metabolitleri
içinde en yaygın olanıdır. Bitkiler su eksikliği, yüksek tuzluluk, soğuk, sıcaklık ve ağır
metallere maruz kaldıklarında, prolin içeriğinin arttığı görülmüştür. Prolin birikimi,
çevresel stres indikatörü olarak değerlendirilmektedir (Chen et al. 2003).
2.8.1. Katalaz (E.C.1.11.1.6)
Katalaz enzimi, konsantrasyonu yüksek olan hidrojen peroksitin su ve oksijene kadar
parçalanmasını sağlar. Bu enzim yapısında prostetik grup olarak porfirin içerir ve
molekül ağırlığı yüksek olan bir enzimdir. Katalaz genellikle bitkilerin yaprak,
kotiledon ve kök hücrelerinde peroksizom ve glioksizomlarında bulunur. Bundan farklı
olarak ise mısırda bulunan CAT III ise hücrelerin mitokondrilerindedir (Öztürk, 2002).
Katalaz
enziminin
ana
fonksiyonu,
moleküler
oksijen
varlığında
hücre
metabolizmasının bazı basamaklarında sentezlenen, radikal özellikli hidrojen peroksit
veya ROOH gibi herhangi bir peroksitin radikal özelliğini gidererek oluşturabilecekleri
geri dönüşümsüz hasarların önüne geçmektir. Zira hidrojen peroksit, potansiyel bir
singlet oksijen ve hidroksil radikali (OH-) kaynağıdır (Öztürk, 2002).
2.8.2. Peroksidaz (E.C.1.11.1.7)
Peroksidaz enzimleri, hidrojen peroksit substratını kullanarak pek çok organik ve
inorganik maddenin oksidasyonunu katalizleyen enzim grubudur. Peroksidazların
molekül ağırlıkları genellikle 35-100 kDa arasında değişmektedir. Peroksidaz enzimleri,
fenoller, hidrokinonlar, hidrokinoidaminler (yalnızca benzidin türevi olanlar) gibi pek
çok sayıda aromatik komponentlerin dehidrojenasyonlarınıda katalizlemektedirler.
14
Peroksidazlar, çesitli aromatik bileşikleri substrat olarak kullanarak metabolizmanın
sonucunda meydana gelen hidrojen peroksiti etkisiz hale getirirler (Öztürk, 2002).
2.8.3. Askorbat peroksidaz (EC 1.11.1.11)
Askorbat peroksidaz hücrelerde meydana gelen fizyolojik olaylar sonucunda ortaya
çıkan hidrojen peroksitin hasarlarını ortadan kaldırır. Bu enzim baskın olarak
sitoplazmada, mitokondrilerde ve kloroplastlarda bulunur. Askorbat peroksidaz,
hidrojen peroksiti nötralize etmek için askorbatı bir elektron vericisi olarak kullanır. Bu
enzim askorbat-glutatyon döngüsündeki ilk enzimdir. Askorbat peroksidaz hidrojen
peroksitin suya redüksiyonunu katalizler ve bir redüktant olarak askorbata karşı yüksek
bir afinitesi ve spesifikliği vardır (Asada,1999).
2.9. Papaveraceae Familyasının Genel Özellikleri
Papaveraceae familyasına ait türler genellikle Kuzey Yarımkürenin ılıman ve subtropik
bölgelerinde yayılış göstermektedir. Bu familyada 28 cins ve yaklaşık 250 tür vardır.
Ülkemizde bu familyaya ait 5 cins bulunmaktadır (Seçmen ve ark., 1995; Güner ve ark.,
2000).
2.9.1 Papaver somniferum L. Bitkisinin Genel Özellikleri
Haşhaş bitkisi, narkotik ve analjezik morfin
alkaloitlerinin büyük bir kısmını üreten,
ve kodein gibi benzilizokinolin
tohum ve yağından yararlanılan ve aynı
zamanda tıbbi amaçla veya süs bitkisi olarak da kullanılan çok yönlü bir bitkidir
(Facchini ve ark., 2007). Ticari öneminden dolayı Türkiye’ de üretimi kontrol altında
olup, belirli bölgelerde yetiştirilmesine izin verilmiştir.
15
2.9.2. Türkiye’de Tescil Edilen Bazı Haşhaş Çeşitleri
Türkiye’de ilk defa, 1984 yılında Ege Üniversitesi Ziraat Fakültesinde Prof. Dr. Şükrü
Emiroğlu tarafından Emiral-84 çeşidi haşhaş tescil ettirilmiştir. Bu çeşit gri-nefti tohum
renkli ve kırmızı çiçeklidir. Tohumluk üretimi yoktur.
Toprak Mahsulleri Ofisince geliştirilen bazı haşhaş çeşitleri;
Ofis-95, Afyon-95, Ofis-96 çeşitleri çiftçi populasyonundan seleksiyonla elde
edilmişlerdir. Sarı tohumludurlar. Çeşitli bölgelere adaptasyon kabiliyetleri yüksektir.
Morfin oranları %0,55-0,75 arasındadır.
Ayrıca Danimarka kökenli, mutlak yazlık, küçük kapsüllü Bolvadin-95 çeşidi tescil
ettirilmiş olup ıslahta melezleme materyali olarak kullanılmaktadır. Morfin oranı çok
yüksektir.
Eskişehir-Anadolu Tarımsal Araştırma Enstitüsünde ıslah edilen çeşitler;
Anayurt-95 ve Kemerkaya-95 çeşitleri sarı tohumludur. Çiftçi populasyonundan
seleksiyonla elde edilmişlerdir. Adaptasyon kabiliyetleri iyidir. Morfin oranları %0,400,60 arasındadır.
Ankara-Tarla Bitkileri Merkez Araştırma Enstitüsünde Islah Edilen Çeşitler;
Beyaz Tohumlu Çeşitlerden Ankara-94 seleksiyonla ıslah edilmiştir. Tohum verimi
yüksek, erkenci ve geniş adaptasyon kabiliyetine sahiptir. Kışlık ve yazlık olarak
ekilebilir. Morfin oranı %0,40-0,60 arasındadır.
Kocatepe-96 ise melezlemeyle ıslah edilmiştir,
morfin oranı yüksek bir çeşittir.
(%0,60-0,85) Kışlık ve yazlık ekilebilir. Yazlık ekimlerin sulanabilir yerlerde yapılması
gereklidir.
16
Beyaz haşhaş tohumları iç tüketimde börek, çörek ve tatlı imalinde ve pastacılıkta tercih
edilir. Ayrıca ihracata uygundur.
Sarı Tohumlu Çeşitler Afyon Kalesi-95 ve Karahisar-96’dır. Bunlardan Afyon Kalesi95 melezleme ile ıslah edilmiştir. Kapsül, tohum ve morfin verimi üstün bir çeşittir.
(Morfin oranı %0,55-0,85) Geniş adaptasyon kabiliyeti gösterir. Kışlık ve yazlık
ekilebilir. Yazlık ekimlerin sulanabilir alanlarda yapılması uygundur. Karahisar-96 ise;
Melezleme ile elde edilmiştir. Adaptasyon kabiliyeti yüksek ve verimli bir çeşittir.
Morfin oranı %0,55-0,80’dir.
Sarı tohumlu çeşitler iç tüketimde börek-çörek yapılmasında ve yağ elde edilmesinde
tercih edilir.
Mavi Tohumlu Şuhut-94, seleksiyonla elde edilmiştir. Morfin oranı yüksektir (%0,500,90). Kışlık ve yazlık ekilebilir. Kışlık ekimlerin taban tarlalarda yapılması, yazlık
ekimlerin ise sulanabilir şartlarda yapılması uygundur. Camcı-95 ise, melezleme ile
elde edilmiştir. Morfin oranı yüksektir (%0,58-0,85). Morfin verimi, tohum ve kapsül
verimleri iyi durumda olan bir çeşittir. Kışlık ve yazlık ekilebilir. Yazlık ekimlerin
sulanabilen yerlerde olması tavsiye edilir. Adaptasyon kabiliyeti iyidir. Mavi haşhaş
tohumları ihracata uygundur.
Ankara Tarla Bitkileri Merkez Araştırma Enstitüsünde geliştirilen çeşitlerin ıslahçısı Dr.
Hüseyin CAMCI, Afyon Kocatepe Tarımsal Araştırma Enstitüsünde çalışmaktadır.
Haşhaş Islahı ve tohumluk üretimi çalışmalarına bu enstitüde devam edilmektedir.
3. MATERYAL VE YÖNTEM
3.1. MATERYAL
Araştırmada tescili haşhaş (Papaver somniferum L.) bitki çeşitleri materyal olarak
kullanılmıştır. Çalışmamızda bitki materyalleri Toprak Mahsulleri Ofisinden (TMO) ve
Ankara Üniversitesi Ziraat Fakültesi Öğretim Üyelerinden Prof. Dr. Neşet ARSLAN’
dan temin edilmiştir. Otoklavda sterile edilerek viyollere konan toprak karışımına (% 40
torf, % 40 toprak, %20 kum) doğrudan tohum ekimi gerçekleştirilmiştir. Viyollerdeki
bitkiler, sera koşullarında kontrollü olarak yetiştirilmiştir. Haşhaşlar yeterli büyüklüğe
geldiklerinde 40 kg’lık kasalara aktarılmıştır. Beş aylık büyüme periyodu sonunda kasa
içerisindeki haşhaşlar 3 günde bir olmak üzere 4 farklı dozda (%100, %80, %40, %20)
20 gün boyunca sulanmıştır. Su uygulamasının hemen ardından hasat edilen genç
yapraklar sıvı azot ile dondurulmuş ve alüminyum folyolara sarılarak, analizlerin
yapılacağı zamana kadar saklanmak üzere -80 °C dondurucuya kaldırılmıştır.
Şekil 3.1. Altı aylık büyüme periyodu sonunda, kasa içerisindeki bitkiler
18
Araştırma’da Kullanılan Haşhaş Çeşitleri
Çizelge 3.1. Haşhaş Çeşitlerinin İsimleri
Örnek No
Çeşit Adı
Örnek No
Çeşit Adı
1
KOCATEPE-96
10
OFİS-8
2
ANKARA-94
11
CAMCI-95
3
OFİS-4
12
OFİS-95
4
ŞUHUT-94
13
KEMERKAYA-95
5
ANAYURT-95
14
OFİS-96
6
TMO-1
15
KARAHİSAR-96
7
TMO-3
16
AFYON KALESİ
8
TMO-2
17
OFİS-3
9
AFYON-95
19
3.2. YÖNTEM
3.2.1. Çalışmada kullanılan kimyasal maddeler;
1. Potasyum di-hidrojen fosfat (KH 2 PO 4 )
2. Hidrojen peroksit (H 2 O 2 )
3. Askorbik asit
4. Guiacol
5. Sülfosalisilik asit
6. Coomassie brillant blue G-250
7. Sığır serum albumini
8. Etanol
9. Hidroklorik asit
10. Sodyum hidroksit
3.2.2. Çalışmada Kullanılan Cihazlar
1. Etüv: Nüve (Ankara, Türkiye)
2. Hassas/Analitik terazi: Shimadzu (Osaka, Japonya)
3. Manyetik karıştırıcı: Heidolph (Almanya)
4. Spektrofotometre: Jasco V- UV/VIS
5. Otomatik pipetler: Ephendorf (Almanya)
6. Soğutmalı mikrosantrifüj: Hettich R22 (Almanya)
7. Santrifüj: Nüve (Ankara, Türkiye)
8. pH metre: Hanna (Romanya)
9. - 80°C derin dondurucu: Hettich (Almanya)
20
3.2.3. Kullanılan Çözeltiler
3.2.3.1. Homojenat Tamponu
1. 50 mM KH 2 PO 4 (pH=7)
3.2.3.2. Katalaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler
1. 50 mM KH 2 PO 4 (pH=7) (aktivite tamponu)
2. 30 mM H 2 O 2 (substrat çözeltisi)
3.2.3.3. Peroksidaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler
1. 50 mM KH 2 PO 4 (pH=6,5) (aktivite tamponu)
2. 22,5 mM H 2 O 2 (substrat çözeltisi)
3. 30 mM Guaiacol (substrat çözeltisi)
3.2.3.4. Askorbat Peroksidaz Aktivitesinin Ölçülmesi için Kullanılan Çözeltiler
1. 50 mM KH 2 PO 4 (pH=6) (aktivite tamponu)
2. 2.5 mM Askorbik Asit (substrat çözeltisi)
3. 10 mM H 2 O 2 (subsrat çözeltisi)
3.2.3.5. Protein Miktarının Belirlenmesinde Kullanılan Çözeltiler
1. Coomassie Brillant Blue G-250
21
3.2.4. Katalaz, Peroksidaz, Askorbat Peroksidaz Aktivitesinin ve Protein
Miktarının Belirlenmesi için Homojenat Hazırlanması
Enzim aktivitelerinin ve protein miktarının belirlenebilmesi için 0,3 g yaprak dokusu
1,5 ml 50 mM KH 2 PO 4 (pH=7) tamponu içerisinde porselen havanda homojenize
edilmiştir. Homojenat eppendorf tüplerine aktarılarak +40C’de 15000 x g’de 20 dakika
süresince santrifüj edildi. Santrifügasyon sonucunda elde edilen süpernatantlar
buzdolabında saklanmış ve enzim aktivite ölçümlerinde kullanılmıştır.
3.2.5. Katalaz Aktivitesinin Belirlenmesi
Katalaz aktivitesi spektrofotometrik olarak Bergmeyer (1970) yöntemine göre
belirlenmiştir. Katalaz hidrojen peroksitin su ve oksijen ’e parçalanmasını katalizleyen
bir enzimdir. Aktivite ölçümü ise bu reaksiyon sırasında H 2 O 2 ’nin su ve oksijene
parçalanması sırasında meydana gelen renk açılmasının 240 nm’de izlenmesi esasına
dayanır. Aktivite ölçümünde 3 ml’lik reaksiyon karışımına, 50 mM potasyum fosfat
tamponu (pH 7,0), 30 mM H 2 O 2 ve 30 μl homojenat konulmuş ve 2 dakika boyunca
spektrofotometrede absorbansı ölçülmüştür. Ölçümlerde lineer olarak absorbans
azalması olan aralıktan dakika başına düşen absorbans hesaplanmıştır. 240 nm’de, bir
dakika içerisinde 1 μmol H 2 O 2 ’nin parçalanmasını sağlayan enzim miktarı 1 ünite
olarak belirlenmiştir. Sonuçlar hesaplanırken bulunan enzim ünitesi miktarları
belirlenen protein miktarına oranlanarak spesifik aktivitesi hesaplanmıştır.
3.2.6. Peroksidaz (E.C.1.11.1.7) Aktivitesinin Belirlenmesi
Peroksidaz aktivitesinin belirlenmesi için aktivite ölçümünde 3 ml’lik reaksiyon
karışımı 50 mM potasyum fosfat tamponu (pH 7.0), 22,5 mM H 2 O 2 , 30 mM guaiacol
ve 20 μl enzim ekstraktından oluşacak şekilde hazırlanmıştır. Reaksiyon aktivite ölçüm
ortamına en son olarak enzim çözeltisinin ilave edilmesiyle başlanmıştır ve 470 nm’de 2
dakika boyunca optik dansitesi kaydedilmiştir. Bir enzim ünitesi bir dakikada 1 μmol
guaiacol’u katalizleyen enzim miktarı olarak hesaplanmıştır. (Angelini ve ark., 1990).
22
Sonuçlar hesaplanırken bulunan enzim ünitesi miktarları belirlenen protein miktarına
oranlanarak spesifik aktivitesi hesaplanmıştır.
3.2.7. Askorbat Peroksidaz Aktivitesinin Belirlenmesi
Askorbat peroksidaz aktivitesi spektrofotometrik olarak Nakano ve Asada (1981)
yöntemine
göre
belirlenmiştir.
Spektrofotometrik
olarak
askorbat
peroksidaz
aktivitesinin belirlenmesi için aktivite ölçümünde 3 ml’lik reaksiyon karışımı 50 mM
fosfat tamponu (pH=7), 10 mM H 2 O 2 , 2.5 mM askorbik asit ve 50 μl enzim
ekstraktından oluşacak şekilde hazırlandı. Reaksiyon aktivite ölçüm ortamına en son
olarak hidrojen peroksitin ilave edilmesiyle başladı ve 2 dakika boyunca 290nm’de
absorbansı kaydedildi. Enzim aktivitesi askorbatın ekstinksiyon katsayısı kullanılarak
hesaplandı (2.8 mM-1 cm-1) (Karabal et al., 2003). Sonuçlar hesaplanırken bulunan
enzim ünitesi miktarları belirlenen protein miktarına oranlanarak spesifik aktivitesi
hesaplanmıştır.
3.2.8. Protein Miktarının Belirlenmesi
Yapraklardaki protein miktarı Bradford (1976) yöntemine göre belirlenmiştir. Bu
yöntemde kullanılan boya (Coomassie brillant blue G-250) negatif yüklüdür ve protein
üzerindeki pozitif yüklere bağlanır. Bu boyanın kırmızı (Amax=465 nm) ve mavi
(Amax=595 nm) formları mevcuttur. Boya ile proteinin bağlanması kırmızı formun
mavi forma dönüşümünü sağlar. Hızlı ve tekrarlanabilir olan bu yöntemde meydana
gelen renk, stabilitesini bir saat kadar koruyabilir.
Protein miktarının belirlenebilmesi için 0,3 g yaprak dokusu 1,5 ml 50 mM KH 2 PO 4
(pH=7) tamponu içerisinde porselen havanda homojenize edilmiştir. Homojenat
eppendorf tüplerine aktarılarak +4 °C’de 15000 x g’de 20 dakika santrifüj edilmiştir.
Süpernatanttan 20 μl alınarak üzerine 2,5 ml Coomassie brillant blue G-250 ilave
edilmiştir. Her bir tüp votekslenerek 10 dakika inkübasyona bırakılmıştır. İnkübasyonun
ardından tüplerin 595 nm’deki absorbansları ölçülerek, standart grafik yardımıyla
yapraklardaki protein miktarı belirlenmiştir.
23
Standart grafik için ilk önce 1ml’sinde 1 mg protein çözeltisi ihtiva eden sığır serum
albumin çözeltisi hazırlanmıştır. Hazırlanan bu stok çözeltiden tüplere sırasıyla 0, 5, 10,
20, 30, 40, 50, 60, 70, 80, 90 μl pipetlenmiş ve son hacimler saf su ile 100 μl’ye
tamamlanmıştır. Her bir tüpün üzerine 2,5 ml Coomassie brillant blue G-250 ilave
edilip ve vortekste karıştırılarak ve 10 dakikalık inkübasyondan sonra 595 nm’de
absorbansları ölçülmüş ve her bir protein miktarına karşılık gelen absorbanslara standart
grafik hazırlanmıştır.
1,4
y = 0,013x + 0,009
R² = 0,989
Absorbans (595nm)
1,2
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
0
20
40
60
80
100
Protein Konsantrasyonu (mikrogram)
Şekil 3.2 Protein tayininde kullanılan BSA standart grafiği
3.2.9. İstatistik Analiz
Denemeler, üç tekrarlı yapılmıştır. Çalışma sonucunda elde edilen verilerin istatistiki
analizleri, SPSS for Windows 15.0 Evaluation Version istatistik programı kullanılarak
gerçekleştirilmiştir. Kontrol ve uygulama grupları arasındaki farklılıklar Duncan çoklu
aralık testine göre p<0,05 önemlilik değerinde yapılmış ve bu farklılıklar, tek yönlü
varyans analizi (one-way ANOVA) ile analiz edilmiştir (Duncan, 1955).
4. BULGULAR
4.1. Su Stresi Uygulamalarının Toplam Protein Miktarı Üzerine Etkisi
Çalışmamızda tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin beş aylık fidelerinde
su stresi (%100, %80, %40, %20 oranında sulama) uygulamalarının toplam protein
miktarı üzerindeki etkisi ile elde ettiğimiz bulgular Çizelge 4.1. ve Şekil 4.1.’de
gösterilmiştir.
Sonuçlar Şekil 3.2. ‘de gösterilen standart grafiğe göre mg/ml cinsinden hesaplanmıştır.
Hafif kuraklık stresine (%80 sulama) maruz kalan bitkilerde protein miktarı artarken
orta (%40 sulama) ve şiddetli (%20 sulama) kuraklık stresine maruz kalan bitkilerde
protein miktarı azalmıştır. Buna rağmen Afyon Kalesi, Ankara94 çeşitlerinde protein
miktarı azalma gözlenmezken, Ofis 96 ve Kemerkaya 96 çeşidinde %80 ve % 20
sulama gruplarında önemli bir artış gözlenmiştir.
Çizelge 4.1. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.)
çeşitlerinin 5 aylık gelişen bitkilerinde toplam protein miktarı (mg/ml)
üzerine etkisi
Afyon 95
Afyon Kalesi
Anayurt 95
Ankara 94
Camcı 95
Karahisar 96
Kemerkaya 96
Kocatepe 96
Ofis 3
Ofis 4
Ofis8
Ofis 95
Ofis 96
Şuhud 94
Tmo 1
Tmo 2
Tmo 3
Kontrol
Grubu
1,69
4,62
5,01
1,32
3,22
4,44
3,73
2,41
4,07
3,67
3,44
4,86
1,67
4,25
4,16
3,08
2,20
Protein Miktarı (mg/ml)
%80 Sulama
%40 Sulama
4,68
4,98
4,83
3,93
5,07
6,15
8,41
5,16
4,76
4,25
4,15
4,61
3,85
4,17
5,69
4,13
3,05
4,34
4,86
4,64
5,32
2,08
5,90
2,47
4,27
3,40
2,61
5,79
2,55
1,88
3,78
4,25
1,13
3,69
%20 Sulama
2,89
3,07
7,21
3,39
2,54
2,11
2,91
3,94
5,92
2,48
2,56
1,78
Protein Miktarı
(mg/ml)
25
6
4
a
%80 Sulama
%40 Sulama
b
2
0
Kontrol Grup
6
Protein Miktarı
(mg/ml)
Afyon 95
a
%20 Sulama
Afyon Kalesi
a
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
4
2
0
%20 Sulama
Anayurt 95
Protein Miktarı
(mg/ml)
10
a
a
5
a
b
0
Protein Miktarı
(mg/ml)
Kontrol Grup
%40 Sulama
8
6
4
2
%20 Sulama
Ankara 94
a
a
b
0
Kontrol Grup
Protein Miktarı
(mg/ml
%80 Sulama
6
4
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Camcı 95
a
b
b
2
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Şekil 4.1. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin 5
aylık gelişen bitkilerinde toplam protein miktarı (mg/ml) üzerine etkisi.
26
Protein Miktarı
(mg/ml)
10
a
5
Protein Miktarı
(mg/ml)
Protein Miktarı(
mg/ml)
a
%40 Sulama
a
10
5
%80 Sulama
%20 Sulama
Kemerkaya 96
15
bc
ab
c
0
Kontrol Grup
Protein Miktarı(
mg/ml)
Karahisar 96
a
0
Kontrol Grup
8
6
4
2
0
b
Kontrol Grup
4
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Kocatepe 96
ab
%40 Sulama
ab
%20 Sulama
Ofis 3
a
8
6
%80 Sulama
a
a
a
a
%40 Sulama
%20 Sulama
2
0
Kontrol Grup
Proein Miktarı
(mg/ml)
a
5
4
3
2
1
0
ab
%80 Sulama
Ofis 4
a
bc
Kontrol Grup
Şekil 4.1. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
c
%20 Sulama
27
Protein Miktarı
(mg/ml)
8
ofis 8
a
6
b
bc
4
c
2
0
Kontrol Grup
6
%40 Sulama
%20 Sulama
Ofis 95
a
a
Protein Miktarı
(mg/ml)
%80 Sulama
4
b
2
0
Protein Miktarı
(mg/ml)
Kontrol Grup
5
4
3
2
1
0
%80 Sulama
%40 Sulama
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
8
Protein Miktarı
(mg/ml)
Ofis 96
b
b
6
%20 Sulama
%20 Sulama
a
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
4
Şuhud 94
a
2
Protein Miktarı
(mg/ml)
0
8
6
ab
%40 Sulama
%20 Sulama
TMO 1
a
ab
4
b
2
0
Kontrol Grup
Şekil 4.1. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
28
6
TMO 2
Protein Miktarı
(mg/ml)
a
ab
4
ab
b
2
0
Protein Miktarı
(mg/ml)
Kontrol Grup
5
4
3
2
1
0
%80 Sulama
%40 Sulama
TMO 3
a
a
b
Kontrol Grup
%20 Sulama
b
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Şekil 4.1. (devam)
4.2. Su Stresi Uygulamaların Askorbat Peroksidaz Aktivitesi Üzerine Etkisi
Çalışmamızda 17 tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşidinin beş aylık
fidelerinde su stresi (%100, %80, %40, %20 oranında sulama) uygulamalarının askorbat
peroksidaz aktivitesi üzerindeki etkisi sonucunda elde ettiğimiz bulgular Çizelge 4.2 ve
Şekil 4.2’de gösterilmiştir. Sonuçlar hesaplanırken bulunan enzim ünitesi miktarı
belirlenen protein miktarına oranlanmıştır.
Elde edilen sonuçlar doğrultusunda kontrol grubuna göre %80 sulama yapılan bitkilerin
tümünde APX aktivitesinde azalma gözlenmiştir. %40 sulama yapılan Camcı 95,
Kemerkaya 96, Ofis 95, Ofis 96 ve TMO 2 çeşitlerindeki APX aktivitesi kontrol
grubuna göre artmış, Afyon 95’te değişmemiş diğerlerinde ise azalma gözlenmiştir. %
80 sulama yapılan grupla karşılaştırıldığında APX aktivitesinde artış belirlenmiştir. %
20’lik sulama grubu kontrol grubu ile karşılaştırıldığında APX aktivitesinde belirgin bir
artış bulunmaktadır. Ankara 94 ve Ofis 3 çeşitlerinde APX aktivitesi azalmıştır.
29
Çizelge 4.2. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.)
çeşitlerinin 5 aylık gelişen bitkilerinde askorbat peroksidaz (EU/g
yaprak) üzerine görülen etkisi
Afyon 95
Afyon Kalesi
Anayurt 95
Ankara 94
Camcı 95
Karahisar 96
Kemerkaya 96
Kocatepe 96
Ofis 3
Ofis 4
Ofis8
Ofis 95
Ofis 96
Şuhud 94
Tmo 1
Tmo 2
Tmo 3
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
1
0,8
a
b
%20 Sulama
1,50
0,86
1,55
0,85
0,21
1,03
0,77
0,68
0,42
0,69
0,52
1,36
Afyon 95
b
0,6
0,4
0,2
0
Kontrol Grup
0,5
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
Su stresinin askorbat peroksidaz üzerine etkisi
%100 Sulama
%80 Sulama
%40 Sulama
0,69
0,29
0,69
0,38
0,26
0,34
0,46
0,37
0,32
0,49
0,41
0,31
0,67
0,21
0,83
0,33
0,29
0,29
0,34
0,29
1,36
0,72
0,25
0,41
0,62
0,37
0,54
0,44
0,32
0,26
0,40
0,29
0,37
0,47
0,41
0,55
0,43
0,35
0,64
0,30
0,25
0,28
0,44
0,32
0,31
0,49
0,75
0,70
0,52
0,27
0,40
a
0,4
%80 Sulama
a
%40 Sulama
a
%20 Sulama
Afyon Kalesi
0,3
0,2
0,1
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Şekil 4.2. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin 5
aylık gelişen bitkilerinde askorbat peroksidaz aktivitesi üzerine görülen etkisi.
30
Anayurt
95
a
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
2,5
2
1,5
1
b
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
0,5
0
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
0,8
a
Ankara 94
a
0,6
%20 Sulama
a
0,4
0,2
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
1,5
%40 Sulama
Camcı 95
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
a
1
%20 Sulama
a
0,5
b
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
Karahisar 96
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
1,5
a
1
b
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
0,5
0
2
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%20 Sulama
a
%20 Sulama
KemerKaya
96
a
1,5
1
b
0,5
b
0
Kontrol Grup
Şekil 4.2. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
31
1
b
Kocatepe 96
ab
0,5
a
b
0
Kontrol Grup
a
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
0,8
0,6
%80 Sulama
%40 Sulama
a
a
0,4
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
Ofis 3
a
0,2
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
1,5
%20 Sulama
a
Ofis 4
1
b
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
0,5
0
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
%20 Sulama
a
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
0,6
c
0,4
Ofis 8
b
%40 Sulama
ab
0,8
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%20 Sulama
%20 Sulama
a Ofis 96
b
0,2
0
Kontrol Grup
Şekil 4.2. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
32
Şuhud 94
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
0,5
0,4
b
0,3
b
a
b
0,2
0,1
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
a TMO 1
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
0,8
0,6
b
b
0,4
0
1
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
b
0,2
Kontrol Grup
%80 Sulama
a
0,8
%40 Sulama
%20 Sulama
TMO 2
a
a
a
0,6
0,4
0,2
0
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%20 Sulama
%80 Sulama
%40 Sulama
2
%20 Sulama
a
TMO 3
1,5
1
b
b
0,5
b
0
Kontrol Grup
Şekil 4.2. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
33
4.3. Su Stresi Uygulamalarının Katalaz Aktivitesi Üzerine Etkisi
Çalışmamızda kullanılan 17 tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin beş
aylık fidelerinde su stresi (%100, %80, %40, %20 oranında sulama) uygulamalarının
katalaz aktivitesi üzerindeki etkisi ile elde ettiğimiz bulgular Çizelge 4.3 ve Şekil 4.3’de
gösterilmiştir.
Sonuçlar hesaplanırken bulunan enzim ünitesi miktarı belirlenen protein miktarına
oranlanmıştır. Hafif kuraklık stresine (%80 sulama) maruz kalan bitkilerde kontrol
grubuna göre katalaz enzim aktivitesi Afyon Kalesi, Camcı 95, Karahisar 96, Ofis 3,
TMO 1 bitkileri dışındaki tüm bitkilerde artmıştır. Orta kuraklık stresine (%40 Sulama)
maruz kalan bitkilerde katalaz aktivitesi kontrol grubuna göre Afyon Kalesi, Anayurt
95, Ankara 94, Kemerkaya 96 ve TMO 1 çeşitleri dışındaki tüm bitkilerde artma
gösterirken, şiddetli (%20 sulama) kuraklık stresine maruz kalan bitkilerde katalaz
aktivitesi Kocatepe 96, Ofis 3 ve Ofis 8 haricindeki çeşitlerde artış göstermiştir.
Çizelge 4.3. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.)
çeşitlerinin 5 aylık gelişen bitkilerinde katalaz (EU/g yaprak) aktivitesi
üzerine görülen etkisi
Afyon 95
Afyon Kalesi
Anayurt 95
Ankara 94
Camcı 95
Karahisar 96
Kemerkaya 96
Kocatepe 96
Ofis 3
Ofis 4
Ofis8
Ofis 95
Ofis 96
Şuhud 94
Tmo 1
Tmo 2
Tmo 3
Su stresinin katalaz üzerine etkisi
%100 Sulama
%80 Sulama
4,44
2,07
24,56
5,90
5,01
12,50
9,39
20,06
23,64
8,38
30,60
5,47
6,34
18,48
7,50
14,32
22,55
8,43
1,60
2,95
36,71
43,50
4,33
6,78
5,59
9,95
2,87
3,82
16,71
7,14
6,98
7,79
2,87
9,10
%40 Sulama
9,38
3,73
4,94
2,93
71,91
32,15
5,96
10,57
28,97
67,09
85,23
13,68
67,71
4,73
5,35
23,47
13,77
%20 Sulama
7,14
74,31
38,35
6,82
7,39
16,57
36,11
26,90
4,01
18,23
20,72
12,62
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
34
15
a
10
b
5
b
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Afyon Kalesi
a
30
20
b
b
%80 Sulama
%40 Sulama
10
0
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
Afyon 95
a
15
10
b
Anayurt 95
b
5
%20 Sulama
ab
0
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
Kontrol Grup
25
20
15
10
5
0
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
%40 Sulama
a
%20 Sulama
Ankara 94
b
c
Kontrol Grup
100
80
60
40
20
0
%80 Sulama
%80 Sulama
%40 Sulama
a
ab
Kontrol Grup
%20 Sulama
Camcı 95
b
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Şekil 4.3. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin 5
aylık gelişen bitkilerinde katalaz aktivitesi üzerine etkisi.
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
35
a
Karahisar 96
80
60
b
40
b
c
20
0
Kontrol Grup
%20 Sulama
a
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
Enzim Ünitesi(EU/g
yaprak)
%40 Sulama
Kemerkaya 96
50
40
30
20
10
0
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%80 Sulama
b
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
a
20
15
%20 Sulama
Kocatepe 96
a
a
10
a
5
0
Kontrol Grup
3
2,5
2
1,5
1
0,5
0
ab
%80 Sulama
%40 Sulama
Ofis 3
a
b
Kontrol Grup
100
80
60
40
20
0
%20 Sulama
%80 Sulama
a
%40 Sulama
%20 Sulama
Ofis 4
a
a
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
Şekil 4.3. (devam)
%40 Sulama
%20 Sulama
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
36
Ofis 8
a
100
b
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
b
50
0
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
10
b
Ofis 95
b
5
0
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
100
80
60
40
20
0
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%20 Sulama
a
15
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%40 Sulama
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Ofis 96
a
b
Kontrol Grup
b
b
%80 Sulama
%40 Sulama
a
6
5
4
3
2
1
0
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
25
%40 Sulama
%20 Sulama
Şuhud 94
a
%20 Sulama
a TMO 1
ab
20
15
ab
10
b
5
0
Kontrol Grup
Şekil 4.3. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
40
a
30
20
b
10
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
37
TMO 2
ab
b
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
20
15
%40 Sulama
%20 Sulama
a
a
%40 Sulama
%20 Sulama
a
TMO 3
10
b
5
0
Kontrol Grup
%80 Sulama
Şekil 4.3. (devam)
4.4. Su Stresi Uygulamalarının Peroksidaz Üzerine Etkisi
Çalışmamızda tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin beş aylık fidelerinde
su stresi (%100, %80, %40, %20 oranında sulama) uygulamalarının peroksidaz
aktivitesi üzerindeki etkisi ile elde ettiğimiz bulgular Tablo 4.4 ve Şekil 4.4’de
gösterilmiştir. Sonuçlar hesaplanırken bulunan enzim ünitesi miktarı belirlenen protein
miktarına oranlanmıştır. % 80 sulama uygulanan gruplarda kontrol grubuna göre POD
aktivitesi Afyon Kalesi, Anayurt 95, Kocatepe 96, Ofis 8, Ofis 95, Ofis 96, TMO 1 ve
TMO 2 çeşitlerinde artış gözlenmiş ancak diğer çeşitlerde azalma gözlenmiştir. % 40
sulama yapılan gruplarda kontrol grubuna göre TMO 1 ve TMO 2 dışındaki tüm
çeşitlerde POD aktivitesinde azalma belirlenmiştir. Bununla birlikte % 80 sulama
yapılan çeşitlerle karşılaştırdığımızda POD aktivitesinde % 40’lık grupta belirgin bir
azalmanın olduğu belirlenmiştir. % 20 sulama yapılan grupta ise kontrol grubuna göre
Anayurt 95, Karahisar 96, Kemerkaya 96, Ofis 96 ve Tmo 2 bitkilerinde POD aktivitesi
artmıştır.
38
Çizelge 4.4. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin
5 aylık gelişen bitkilerinde Peroksidaz (EU/g yaprak) üzerine görülen etkisi.
Su stresinin peroksidaz üzerine etkisi
%100 Sulama
%80 Sulama
%40 Sulama
Afyon 95
0,71
1,00
0,50
Afyon Kalesi
0,32
0,61
0,20
Anayurt 95
0,46
0,63
0,31
Ankara 94
1,20
0,13
0,04
Camcı 95
%20 Sulama
0,62
0,46
0,27
0,27
Karahisar 96
0,95
0,73
0,07
0,13
Kemerkaya 96
0,48
0,43
0,30
0,13
Kocatepe 96
0,24
0,72
0,09
0,16
Ofis 3
1,69
1,24
0,30
0,20
Ofis 4
2,43
0,34
0,16
0,10
Ofis8
0,41
3,52
0,37
0,32
Ofis 95
0,58
0,62
0,39
Ofis 96
0,13
0,47
0,32
0,17
Şuhud 94
0,35
0,30
0,10
0,29
Tmo 1
0,26
0,33
0,27
0,11
Tmo 2
0,05
0,72
0,76
0,07
Tmo 3
0,56
0,27
0,06
0,37
Enzim Ünitesi
Enzim Ünitesi
a
0,4
0,3
0,2
0,1
0
Afyon 95
b
Kontrol Grup
0,8
0,6
0,4
0,2
0
a
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Afyon Kalesi
a
b
Kontrol Grup
b
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Şekil 4.4. Su stresi uygulamasının tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin 5
aylık gelişen bitkilerinde peroksidaz aktivitesi üzerine etkisi.
39
Enzim Ünitesi
1
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
0,5
0
Enzim Ünitesi
(EU/g yaprak)
b
0,5
b
0
0,6
Enzim Ünitesi (EU/g
yaprak)
%20 Sulama
Ankara 94
1
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Camcı 95
a
a
a
%80 Sulama
%40 Sulama
0,4
0,2
0
Kontrol Grup
1,5
Enzim Ünitesi
%40 Sulama
a
1,5
1
%20 Sulama
Karahisar 96
a
ab
b
0,5
b
0
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi
Anayurt 95
a
a
0,8
0,6
0,4
0,2
0
a
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Kemerkaya
a
a
a
Kontrol Grup
Şekil 4.4. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
Enzim Ünitesi
40
b
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi(EU/g
yaprak)
3
Enzim Ünitesi
b
b
%40 Sulama
%20 Sulama
Ofis 3
a
a
b
1
b
0
Kontrol Grup
3
%80 Sulama
%40 Sulama
Ofis 4
b
2
1
b
0
5
4
3
2
1
0
1
0,8
0,6
0,4
0,2
0
%20 Sulama
a
Kontrol Grup
Enzim Ünitesi
%80 Sulama
2
4
Enzim Ünitesi
Kocatepe 96
a
0,8
0,6
0,4
0,2
0
%80 Sulama
%40 Sulama
b
%20 Sulama
Ofis 8
a
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
a
a
Kontrol Grup
Şekil 4.4. (devam)
%80 Sulama
b
b
%40 Sulama
%20 Sulama
Ofis 95
a
%40 Sulama
%20 Sulama
41
Enzim Ünitesi
Enzim Ünitesi
0,5
0,4
0,3
0,2
0,1
0
0,4
Kontrol Grup
%80 Sulama
a
a
Kontrol Grup
%80 Sulama
a
a
%20 Sulama
a
%40 Sulama
Şuhud 94
%20 Sulama
Tmo 1
a
a
0,2
0
1
Enzim Ünitesi
%40 Sulama
b
Kontrol Grup
%80 Sulama
%40 Sulama
a
a
%20 Sulama
TMO 2
0,5
b
b
0
Kontrol Grup
0,8
Enzim Ünitesi
c
c
0
0,6
Enzim Ünitesi
b
0,4
0,2
Ofis 96
a
0,6
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
TMO 3
a
0,6
ab
b
0,4
c
0,2
0
Kontrol Grup
Şekil 4.4. (devam)
%80 Sulama
%40 Sulama
%20 Sulama
5. TARTIŞMA VE SONUÇ
Kuraklık yağışın fazla olmadığı dönemi ifade etmek amacıyla kullanılan meteorolojik
bir terimdir ve bitkilerde genellikle topraktaki kullanılabilir suyun az olduğu
durumlarda veya atmosferik koşullar nedeniyle (transpirasyon ya da evoporasyon)
suyun kaybedildiği koşullarda ortaya çıkmaktadır. Kuraklık stresi tüm bitkilerde
görülmektedir lakin meydana getirdiği etki türden türe hatta tür içinde bile farklılık
göstermektedir (Jaleel ve ark., 2009).
Kuraklık stresi dünya ve ülkemiz için ciddi bir sorun teşkil etmektedir. Bitkinin kuraklık
stresine maruz kalması bitkilerde toksik bir etki oluşturmakta, ve bu da bitkide ürün
kaybına neden olmaktadır (Cattivelli ve ark., 2007).
Dünya çapında önemli ekonomik kayıplara neden olan kuraklık stresinin detaylı
mekanizmasının aydınlatılması kuraklık ve açlığa neden olabilecek streslere dayanıklı
varyetelerin geliştirilmesine olanak sağlayacaktır. Bu araştırmada kuraklık stresinin
enzim aktiviteleri incelenerek, literatüre katkı sağlanması amaçlanmıştır.
Kuraklık daima bitkilerde reaktif oksijen türlerinin (ROT) oluşumuna neden olmaktadır.
ROT oluşumu ökaryot hücrelerin biyotik ve abiyotik streslere karşı oluşturduğu en
erken biyokimyasal cevaptır (Qiu et al., 2008). ROT oluşumu bir takım zincir
reaksiyonunu tetikleyerek hızlı hücre zararına neden olmaktadır (Manivannan ve ark.,
2007). ROT oldukça reaktiftir ve koruma mekanizmalarının olmadığı durumlarda
lipidler, proteinler ve nükleik asitler üzerinde oksidatif hasar oluşturarak normal
metabolizmada ciddi zararlar oluşturur (Smirnoff, 1993; Qiu et al., 2008). Antioksidan
mekanizma, bitkilerde stres toleransını artırmayı sağlayacak bir strateji sağlamaktadır
(Manivannan ve ark., 2007).
Ülkemizde yetiştirilen 17 tescilli Papaver somniferum L. çeşitlerinin beş aylık
bitkilerinde %100 sulama, %80 sulama, %40 sulama ve %20 sulama ile bitkide oluşan
oksidatif ve antioksidan metabolizma araştırılmıştır.
43
Kuraklık uygulamaları karşısında askorbat peroksidaz enzim aktivitesinde meydana
gelen değişimler incelenerek Çizelge 4.2 ve Şekil 4.2’de verilmiştir. Askorbat
peroksidaz askorbatı oksitleyerek hidrojen peroksidi suya indirgeyen bir enzimdir.
APX, normal metabolizma sırasında yada çevresel stresler nedeniyle oluşan zarara karşı
hücreleri korumada görev almaktadır (Nishikawa ve ark., 2003).
Kuraklık stresinde buğday bitkisinde askorbat peroksidaz seviyesinin arttığı
gözlenmiştir (Sairam ve ark., 1998).
Liu ve arkadaşları (2009) salatalık ile yapılan bir çalışmada PEG uygulaması nedeniyle
oluşan kuraklık stresi sonucunda artan APX aktivitesini tespit etmişlerdir. Kuraklık
koşulları altında yapraklardaki yüksek APX aktivitesi stres sebebiyle arttırılmış SOD
aktivitesi tarafından üretilen H 2 O 2 ’i uzaklaştırır. Yüksek APX aktivitesi stres koşulları
altında aynı zamanda tütün BY-2 hücre kültürleri (Bueno ve ark, 1998) ve fasülyede de
(Türkan ve ark, 2005) bildirilmiştir.
Pastori ve Trippi (1992) mısır bitkisinde Reddy ve ark. (2004) dut meyvesinde, Sharma
ve Dubey (2004) çeltikte, Liu ve ark. (2009) hıyarda yaptıkları çalışmalarda kuraklık
stresi sonucu APX aktivitesinde artış meydana geldiğini ifade etmişlerdir. Yaptığımız
çalışmada elde edilen bulgular araştırıcıların sonuçları ile de desteklenmektedir.
Bizim çalışmamızda APX aktivitesi genel olarak kontrole göre artış göstermiştir. Hafif
kuraklık stresinde APX aktivitesi azalırken orta kuraklık seviyesinde ve özellikle
şiddetli kuraklık seviyesinde kontrol grubuna göre artmıştır. Ancak Afyon Kalesi ve
Ankara 94 çeşitlerinde aktivite % 80’lik grupta azalırken % 40’lık grupta artmıştır
bununla birlikte bu artış kontrol grubundaki enzim aktivitesi seviyesine ulaşamamıştır.
Bu sonuçlar yapılan diğer çalışmalarla uyumluluk göstermektedir. Afyon Kalesi ve
Ankara 94 çeşitlerinde farklı sonuçlar elde etmemiz bu bitki çeşitlerinin kuraklığa daha
dayanıklı olabileceğini akla getirmektedir.
Kuraklık uygulamaları karşısında katalaz enzim aktivitesinde meydana gelen değişimler
incelenerek Çizelge 4.3 ve Şekil 4.3’de verilmiştir.
44
Bu çalışmada tescilli haşhaş (Papaver somniferum L.) çeşitlerinin hafif (%80 sulama)
ve orta (%40 sulama) su stresine maruz kalan bitkilerde CAT aktiviteleri kontrol
grubuna göre önemli ölçüde artarken, şiddetli (%20 sulama) su stresi uygulanan
bitkilerde CAT aktivitesi azalmıştır.
Su stresi bazı kilit antioksidant enzimlerin (katalaz ve süperoksit dismutaz)
aktivitelerinde azalma olduğunu bildiren çok sayıda yayın vardır. Gong ve ark.(2005),
kuraklık şartlarında yetiştirilen buğdaylarda katalaz aktivitesinin kontrole göre daha
düşük olduğu bulmuşlardır. Şiddetli kuraklık stresi CAT aktivitesini tamamen ortadan
kaldırabilir. Bezelye bitkisinde su içeriği %88,5’ten %81,3’e düştüğünde CAT aktivitesi
9,0 dan 1,4’e düşmektedir. CAT’ın kuraklıkla aktivite kaybı bu çalışmada elde edilen
bulgularla da gösterilmektedir. İleri derecede kurumanın olduğu yüksek sıcaklık –
kuraklık etkileşimi altında CAT aktivitesi %80 oranında azalabilir (Keleş, 2000). Bazı
Papaver türleriyle yapılan ısı şoku uygulamalarında CAT aktiviteleri 10 dk sıcaklık
uygulamalarında artarken 30 dk sıcaklık uygulamalarında oldukça azalmıştır (Koyuncu,
2010). Bizim çalışmamızda CAT aktivitesi hafif ve orta stres koşullarında kontrol
grubuna göre artarken şiddetli strese maruz kalan bitkilerde CAT aktivitesi
azalmaktadır. Afyon Kalesi çeşidinde CAT aktivitesi devamlı olarak düşmüş herhangi
bir artış gözlenmemiştir. Yukarıda da belirtildiği üzere Afyon Kalesi çeşidinde APX
aktivitesinde de farklılık belirlenmiştir. Yaptığımız çalışmada elde edilen bulgular
araştırıcıların sonuçları ile de desteklenmektedir.
Peroksidaz enzim aktivitesinde meydana gelen değişimler incelenerek çizelge 4.4 ve
Şekil 4.4’ de verilmiştir. % 80 sulama uygulanan gruplarda kontrol grubuna göre POD
aktivitesi Afyon Kalesi, Anayurt 95, Kocatepe 96, Ofis 8, Ofis 95, Ofis 96, TMO 1 ve
TMO 2 çeşitlerinde artış gözlenmiş ancak diğer çeşitlerde azalma gözlenmiştir. % 40
sulama yapılan gruplarda kontrol grubuna göre TMO 1 ve TMO 2 dışındaki tüm
çeşitlerde POD aktivitesinde azalma belirlenmiştir. Bununla birlikte % 80 sulama
yapılan çeşitlerle karşılaştırdığımızda POD aktivitesinde % 40’lık grupta belirgin bir
azalmanın olduğu belirlenmiştir. % 20 sulama yapılan grupta ise kontrol grubuna göre
Anayurt 95, Karahisar 96, Kemerkaya 96, Ofis 96 ve Tmo 2 bitkilerinde POD aktivitesi
artmıştır.
45
Afyon 95 ve Afyon Kalesi çeşitlerinde beklenilen değerlerden farklı sonuçlar elde
edilmiştir. Özellikle bu iki çeşit ve diğer çeşitlerin de kısmen içersinde bulunduğu
sapmaların gerçek nedenleri; özel ıslah materyalleri olan çeşitlerin ekolojik isteklerinin
farklı olmasından dolayı olabileceği kanaatini uyandırmıştır. Bitki çeşitleri deney
süresince eşit koşullarda yetiştirilmiş olmasına rağmen bitkilerin kendi coğrafik
koşullarına adaptasyonları, sera ortamında ± 5 ºC sıcaklık farkları olabileceğini göz
önünde bulundurduğumuzda bu farklılıkların oluşabileceği düşünülmektedir. Bununla
birlikte şiddetli su stresine maruz bırakılan grupların bazılarında- duyarlı olanlar,
toplamadan önce yapraklar kuruduğu için bu gruplar değerlendirmeye alınamadığından
dolayı değerler ölçülememiştir.
Artan kuraklık toleransı ile oksidatif hasarın azaltılması arasında bir ilişki vardır
(Pastori and Trippi, 1992; Smirnoff, 1993; Schwanz and Polle, 2001). Bu tez
çalışmasında, ülkemizde yayılış gösteren 17 tescilli Papaver somniferum L. çeşidinin 5
aylık bitkilerinde su stresi (%80, %40, %20) uygulamaları ile ilişkili olarak antioksidan
sistemi kuraklık koşulları altında artan ROT oluşumunu önemli ölçüde engellemektedir.
Mahdavi-Damghani ve ark., (2010) Papaver somniferum L. bitkisinde çiçeklenmeden
önce %15 sulama çiçeklenmeden sonra normal süreci devam ettirebileceğini
belirtmişlerdir. Çalışmamızda hafif su stresine maruz kalan çeşitlerde enzim
aktivitelerinde belirgin yükselme olmaması bitkilerin bu su seviyesine karşı toleranslı
olabileceğini ortaya koymaktadır.
Dünya ve ülkemiz için önemli bir tehdit olan kuraklığın, Türkiye’de kontrollü olarak
ekimi yapılan ve ekonomik değeri yüksek olan haşhaş bitkisinde incelenmesinin, bu
alanda yeterli çalışma olmadığı da göz önüne alınırsa, literatüre önemli bir katkıda
bulunacağı düşünülmektedir.
KAYNAKLAR
Abdolmajid Mahdavi-Damghani, Behnam Kamkar, Majid Jami Al-Ahmadi, Luca Testi,
Francisco J. Munoz-Ledesma, Francisco J. Villalobos, 2010. “Water stress
effects on growth, development and yield of opium poppy”
Aktura, N.,1990. Bitkilerde Su Stresi ve Sulama Zamanının Belirlenmesi Amacıyla
Kullanılması. (Yüksek Lisans Tezi) Çukurova Üniv. Fen Bilimleri Enstitüsü,
Adana, Türkiye, 1, 2, 16-20, 27, 39, 41.
Alexieva, V., Ivanov, S., Sergiev, I. and Karanov, E., 2003. Interaction between
stresses. Bulg. J. Plant Physiol., Special Issue, 1-17.
Angelini, R., Manes, F. Ve Federico, R., 1990. Spatial and functional correlation
between daimine-oxidase and peroxidase activities and their dependence upon
de-eliolation and wounding in chick-pea steams. Planta,182, 89-96.
Anonim, 2009. United Nations Office on Drugs and Crime. World Drug Report,
Vienna, Austria.
Asada, K., 1999. The water-water cycle in chloroplasts: Scavenging of active oxygen
and dissipation of excess photons. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 50,
601–639.
Asraf, M., Arfan, M., Shahbaz, M., Ahmad, A., Jamil, A., 2002. Gas Exchange
Characteristics and Water Relations in Some Elite Okra Cultivars Under Water
Deficit. Photosynthetica, 615-620.
Asraf, M., and Foolad, M.R., 2007. Roles of Glycine Betaine and Proline in Improving
Plant Abiotic Stress Resistance. Envionmental and Experimental Botany, 59:
206-216.
Blum, A., 1986. Breeding Crop Varieties for Stress Environments. Critical Reviews in
Plant Sciences, 199-237.
Bradford, M.M., 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram
quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal.
Biochem. 72 (1976), pp. 248–254.
Bray, E.A, 1997. Plant Responses to Water Deficit. Trends Plant Sci., 2: 48-54.
Bueno, P., Piqueras, A., Kurepa, J., Savoure, A., Verburggen, N., Van Montagu, M.,
Inze, D., 1998. Expression of antioxidant enzymes in reponse to ABA and high
osmoticum in tobacco BY-2 cell cultures. Plant Sci. 138, 27-34.
Campbell, M.K., 1991. Biochemistry, Harcourt Brace Jovanovich College Publishers,
Fort Worth, USA.
Cattivelli, L., Rizza, F., Badeck, F. W., Mazzucotelli, E., Mastrangelo, A. M., Francia,
E., Mare, C., Tondelli, A., Stanca, M., 2007. Drought tolerance improvement in
crop plants: An integrated view from breeding to genomics. Field Crops
Research.
Charles, S.A. and Halliwell B., 1980. Effect of hydrogen peroxide on spinach (Spinacia
oleraceae) chloroplast fructose biphosphatase. Biochem. J., 373-376.
Chaves, M.M., Maroco, J.P., Periera, S.,2003. Understanding plant responsesto
drought- from genes to the whole plant. Func. Plant Biol., 30: 239-264.
Chen, D., Toone, W. M., Mata, J., Lyne, R., Burns, G., Kivinen, K., Brazma, A., Jones,
N. and Bähler, J., 2003. Global transcriptional responses of fission yeast to
environmental stress. Mol. Biol. Cell 14, 213 -229.
Çırak, C., Esendal, E., 2006. Soyada Kuraklık Stresi. Omü Zir. Fak. Dergisi, 231-237.
47
Cruz De Carvalho, M.H., Laffray, D., Louguet, P., 1998. Comparison of Physiological
Responses of Phaseolous vulgaris and Vigna unguiculata Cultivars when
Submitted to Drought Conditions. Environ. Exp. Bot., 40:197-207.
Davis, P. H., Mill, R. R. and Tan, K., 1988. Flora of Turkey and the East Aegean
Islands. Vol. 10. Edinburg Unv. Pres. Edinburg
Drake R.B., Gonzales-Meler M.A., ve Long S.P., 1997. Annual Rev. Plant.Physiol.
Mol. Biol. 48, 607-637.
Duncan, B. D., 1955. Multiple Range and Multiple F-tests. Biometrics. P.1-42.
Echevarria-Zomeno,S., Arıza, D., Jorge, I., Lenz, C., Jesusvjorri, N.A., Navarro, R.,
2009. Changes Intheproteinprofileof Quercus Ilex Leaves in Response to
Drought Stres and Recovery. Journal of Plantphysiology, 233-245.
Edreva, A., 1998. Molecular bases of stress in plants. Bitkilerde Stres Fizyolojisinin
Moleküler Temelleri, 22-26 Haziran, İzmir.
Eriş, A., 1990. Bahçe Bitkileri Fizyolojisi, U.Ü.Z.F. Yay. Ders Notları No: 11,Bursa.
Facchini, P. J., Hagel, M., Liscombe, K., Loukanina, N., MacLeod, P., Samanani, N.,
Zulak, K.G., 2007. Opium poppy: blueprint for an alkaloid factory. Phytochem
Rev.6:97–124.
Farrant J.M., 2000. A comparison of mechanisms of desiccation tolerance among three
angiosperm resurrection plant species. Plant Ecol., 29-39.
Gong, H., Zhu, X., Chen, K., Wang, S., Chenglie, Z., 2005. Silicon Alleviates Oxidative
Damage of Wheat Plants in Pots under Drought. Plant Science, 313-321.
Güler,A., Avcıoğlu, R., 2004. Bitkilerde Strese Dayanıklılık Fizyolojisi. Bitki
Biyoteknolojisi II, Editörler: Özcan S., Gürel E., ve M. Babaoğlu. s. 288-326
Güner, A., Özhatay, N., Ekim, T. ve Başer, K.H.C., 2000. Flora of Turkey and the East
Aegean Islands (Supplement 2) Vol 11. Edinburgh Univ. Pres, Edinburgh.
Halliwell, B. and Gutteridge, J.M.C.,1989. Free Radicals in Biology and Medicine,
Oxford: Clarendon Press.
Jaleel, C.A., Manivannan, P., Wahid, A., Farooq, M., Somasundaram, R.,
Panneerselvam, R., 2009. Drought stress in plants: a review on morphological
characteristics and pigments composition. Int. J. Agric. Biol., 11: 100–105.
Jung, S., 2004. Variation in antioxidant metabolism of young and mature leaves of
Arabidopsis thaliana subjected to drought. Plant Sci., 459-466.
Kapoor, LD., 1997. Oppium Poppy: botany, chemistry and pharmacology. Food
Products Press, New York.
Kaiser, W.M.,1979. Reversible inhibition of the Calvin cycle and activation of the
oxidative pentose phosphate cycle in isolated intact chloroplasts by hydrogen
peroxide. Planta, 377-382.
Kalefetoğlu, T., Ekmekçi, Y., 2005. The Effect of Drought on Plants and Tolerance
Mechanisms. G. U. Journal Of Science, 723- 740.
Karabal, E., M. Yücel, H. A. Öktem, 2003. Antioxidant responses of tolerant and
sensitive barley cultivars to boron toxicity. Plant Science, 164, 925-933.
Karakas, B., Ozias- Akins, P., Stushnoff, C., Suefferheld, M., Rieger, M., 1997. Salinity
and Drought Tolerance of Mannitol Accumulating Transgenic Tabacco. Plant,
Cell and Environment, 609-616.
Keles Y., 2000. Bazı Çevresel Streslerin Etkisinde Kalan Bugday (Triticum aestivum L.
Ve Triticum durum Desf.) Fidelerinde Çesitli Fizyolojik ve Biyokimyasal
Degisimlerin İncelenmesi. (Doktora tezi), Ankara Üniversitesi Fen Bilimleri
Enstitüsü, Ankara, 91s.
48
Kessler, B., 1961. Nucleic acids as factors in drought resistance of higher plants”,
Recent Advan. Bot. , 1153-1159.
Koyuncu, M., 2010. Papaver cinsi Oxytona seksiyonuna ait Türlerde Sıcaklık Stresinin
Antioksidant Enzimler Üzerindeki Etkisi. (Yüksek Lisans Tezi), Ege
Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü, İzmir, s, 37.
Kozlowski, T.T. and Pallardy, S.G.,1997. Physiology of Woody Plants, Academic
Press, San Diego.
Larcher, W.,1995. Physiological Plant Ecology, Ecophysiology and Stress Physiology
of Functional Groups. Springer-Verlag, Berlin.
Levitt, J.,1972. Responses of plants to environmental stresses. Academic Press, New
York.
Levitt, J., 1980. Responses of Plants to Environmental Stresses, Vol 1, Academic Press,
New York.
Lichtenthaler, HK.,1996. Vegetation stress: An introduction to the stress concept in
plants. J. Plant Physiol., 148: 4-14.
Lima, A.L.S., DaMatta, F.M., Pinheiro, H.A., Totola, M.R. and Loureiro, M.E., 2002.
Photochemical responses and oxidative stress in two clones of Coffea canephora
under water deficit conditions, Environ. Exp. Bot., 47: 239-247.
Liu, Z. J., Zhang, X. L., Bai, J. G., Suo, B. X., Xu, P. L., Wang, L., 2009. Exogenous
paraquat changes antioxidant enzyme activities and lipid peroxidation in
drought-stressed cucumber leaves. Scientia Horticulturae, 121: 138–143.
Manivannan, P., Jaleel, C. A., Sankar, B., Kishorekumar, A., Somasundaram, R.,
Heerden, P.D.R., Swanepoel, J.W., Kruger, G.H.J., 2007. Modulation of
photosynthesis by drought in two desert scrub species exhibiting C3-mode CO2
assimilation. Environmental and Experimental Botany 61: 124–136.
Martinez, J.P., Silva, H., Ledent, J.F., Pinto, M., 2007. Effects of Drought Stress on the
Osmotic Adjustment, Cell Wall Elasticity and Cell Volume of Six Cultivars of
Common Beans (Phaseolus vulgaris L.) Eur J Argon, 30-38.
McKersie, B.D. and Leshem, Y., 1994. Stress and Stress Coping in Cultivated Plants,
Kluwer Academic Publishers, Netherlands.
Mercan, U., 2004. Toksikolojide serbest radikallerin önemi, YYÜ Vet. Fak.Derg., 15
(1-2), 91-96.
Nakano, Y. and Asada K., 1981. Hydrogen peroxide is scavenged by ascorbate specific
peroxidase in spinach chloroplasts. Plant Cell Physiol. 22, pp. 867– 880.
Nishikawa, F., Kato, M., Wang, R., Hyodo, H., Ikoma, Y., Sugiura, M., Yano, M.,
2003. Two ascorbate peroxidases from broccoli: identification, expression and
characterization of their recombinant proteins. Postharvest Biology and
Technology 27; 147-156.
Öztürk, L., 2002. Normal şartlarda büyütülen ıspanak (S. Oleracea cv. Gladiator)
bitkisinde etafon ve poliamin uygulamalarının oksidatif enzimler üzerine in vivo
ve in vitro etkilerinin incelenmesi. (Doktora Tezi), Atatürk Üniversitesi Fen
Bilimleri Enstitüsü, Erzurum.
Parmaksız, İ., 2004. Papaver cinsi Oxytona seksiyonunun Türkiye’de Yetişen
Türlerinde Genetik Çeşitliliğin RAPD Markörleri ile Analizi. Tarla Bitkileri
Anabilim Dalı.Ankara Üniversitesi
Pastori, G., Trippi, V., 1992. Oxidative stress induced high rate of glutathione reductase
synthesis in a drought resistant maize strain. Plant Cell Physiol. 33, 957-961.
49
Peter, K., 2001. Handbook of herbs and spices, vol. 1. Woodhead Publishing,
Cambridge, UK.
Pinheiro, H.A., DaMatta, F.M., Chaves, A.R.M., Fontes, E.P.B. and Loureiro, M.E.,
2004. Drought tolerance in relation to protection against oxidative stress in
clones of Coffea canephora subjected to long-term drought. Plant Sci,
167,1307-1314.
Qiu, Z. B., Liu, X., Tian, X. J., Yue, M., 2008. Effects of CO2 laser pretreatment on
drought stress resistance in wheat. Journal of Photochemistry and Photobiology
B: Biology 90:17–25.
Ramachandra Reddy, A., Chaitanya, K.V., Jutur, P.P. and Sumithra, K., 2004.
Differential antioxidative responses to water stress among five mulberry (Morus
alba L.) cultivars. Environ. Exp. Bot., 33-42.
Reddy, A.R., Chaitanya, K.V., Jutur, P.P., Sumithra, K., 2004. Differential
Antioxidative Responses to Water Stress Among Five Mulberry (Morus alba L.)
Cultivars. Environmental and Experimental Botany, 52: 33–42.
Sairam, R.K., 1998. Role of antioksidant system in wheat genotypes tolerance to water
stres, Biologia Plantarum 41 (3): 387-394.
Sanchez, F.J., Andres, E.F., Tenorio, J.L., Ayerbe, L., 2004. Growth ofEpicotyls,
Turgor Maintenance and Osmotic Adjustment in Pea Plants (Pisum sativum L.)
Subjectedto Water Stres. Field Crops Research, 81-90.
Sanchez Rodriguez, E., Rubio-Wilhelmi, M.M., Cervilla, L.M., Blasco, B., Rios, J.,
Rosales, M.A., Romero, L. and Ruiz, J.M., 2010, Genotypic Differences in Some
Physiological Parameters Symptomatic for Oxidative Stress Under Moderate
Drought in Tomato Plants. Plant Science 30–40
Salisbury, F.B. and Ross, C.W., 1992. Plant Physiology, Wadsworth Publishing Co.,
California.
Sankar, B., Abdul Jaleel, C., Manivannan, P., Kishorekumar, A., Somasundaram, R.,
Pannerrselvan, R., 2007. Drought-Induced Biochemical Modifications and
Proline Metabolism in Abelmoschus Esculentus (L.) Moench. Acta Bot. Croat.,
43–56.
Schwanz, P., Polle, A., 2001. Differential stress responses of antioxidative system to
drought in Quercus robur and Pinus pinaster grown under high CO 2
concentrations. J. Exp. Bot. 52 (354), 133–143.
Seçmen, Ö., Gemici, Y., Görk, G., Bekat, L.ve Leblebici, E., 1995. Tohumlu Bitkiler
Sistematiği (Ders Kitabı). 4. baskı . Ege Ünv. Fen Fak. Ders Kitapları Serisi No:
116. İzmir.
Sgherry, C.L.M., Pinzino, C. and Navari-Izzo, F., 1996. Sunflower seedlings subjected
to increasing water stress by water deficit: changes in O2 - production related to
the composition of thylakoid membranes. Physiol Plant, 446-452.
Sharma, S., Dubey, R.S., 2004. Ascorbate Peroxidase From Rice Seedlings: Properties
of Enzyme Isoforms, Effects of Stresses and Protective Roles of Osmolytes.
Plant Science, 167: 541–550.
Smirnoff, N., 1993. The Role of Active Oxygen in The Response of Plants to Water
Deficit and Desiccation. New Phytol., 27-58.
Srivalli, B., Sharma, G. and Khanna-Chopra, R., 2003. Antioxidative defence system in
upland rice cultivar subjected to increasing intensity of water stress followed by
recovery. Physiol. Plant., 503-512.
50
Stuhlfauth, T., Scheuermann, R. and Fock, H.P., 1990. Light energy dissipation under
water stress conditions. Plant Physiol., 1053-1061.
Tambussi, E.A., Bartoli, C.G, Beltrano, J., Guiamet, J.J. and Araus, J.L., 2000.
Oxidative damage to thylakoid proteins in water-stressed leaves of wheat
(Triticum aestivum). Physiol. Plant., 398-404 (2000).
Thiec, D.L.; Manninen, S.,2003. Ozone and water deficit reduced growth of Aleppo
pine seedling. Plant Physiology and Biochemistry, 55-63.
Teiz, L., Zeiger, S.C.E., 1998. Plant Physiology, University of California, Los Angeles
Sinauer Associates, Inc., Publisher, 726-735.
Türkan, İ., Bor, M., Özdemir, F., Koca, H., 2005. Differantial Responses of Lipid
Peroxidation and Antioxidants in the Leaves of Droutght-Tolerant P. acutifolius
Gray and Drought Sensetive P. vulgaris L. Subjected to Polyethylene Glycol
Mediates Water Stres. Plant Science, 168; 223-231.
Xu, Q., Xu, X., Zhao, Y., Jiao, K., Herbert S., Hao, L., 2008. Salicylic Acid, Hydrogen
Peroxide and Calcium-Induced Saline Tolerance Associated with Endogenous
Hydrogen Peroxide Homeostasis in Naked Oat Seedlings. Plant Growth
Regulation, 249-259.
Yuan-Yuan , M., Wei-Yi , S., Zi-Hui , L., Hong-Mei ,Z., Xiu-Lin , G., Hong-Bo, S., FuTai, N., 2009. The Dynamic Changing of Ca2+ Cellular Localization in Maize
Leaflets under Drought Stres. C. R. Biologies, 332: 351–362.
Zhang, J., Jiang, M., 2002. Water stress-induced abscisic acid accumulation triggers the
increased generation of reactive oxygen species and up-regulates the activities of
antioxidant enzymes in maize leaves. Journal of Experimental Botany, 53: (379)
2401-2410.
ÖZGEÇMİŞ
Kişisel Bilgiler
Adı Soyadı
: Yahya KILINÇ
Doğum tarihi ve Yer : 25.07.1983 / Kayseri
Medeni Hali
: Bekar
Yabancı Dili
: İngilizce
Telefon
: 05414225562
e-mail
: [email protected]
Eğitim
Derece
Eğitim Birimi
Mezuniyet
Tarihi
Yüksek
Lisans
Gaziosmanpaşa Üniversitesi Fen Bilimleri Enstitüsü
Biyoloji Bölümü
2011
Lisans
İnönü Üniversitesi Fen Edebiyat Fakültesi Biyoloji
Bölümü
2009
Lise
Fatma Kemal Timuçin Anadolu Lisesi
2003

3 yağ asitlerinin koruyucu etkisi

ekoloji 2015 sempozyumu program kitapçığı

19(1) - Mustafa Kemal Üniversitesi

Document

(Brassicaceae) Taksonlarının Morfolojik Özellikleri

Uzm. Seda PELİT

kivide kış budaması

PB–272 Mikoriza ve Tuz Uygulamalarının Narcissus tazetta

Özet/Tam metin

Novimix® Plus C

buradan - Turkuaz Dental

İndir

(PDF)... - DergiPark

Kırılma Konferansı Bildiri Yazım Kılavuzu

İndir

Kayıt Yaptırmaya Hak Kazanan Aday Listesi ve Kayıt Bilgileri

KİŞİSEL BİLGİLER Adı Soyadı Dr. Ali TAMER Ünvan Müdür Telefon

duyuru

PDF - Aile hekimlerinin tükenmişlik durumları ve ilişkili faktörler

Untitled - 22.Ulusal Biyoloji Kongresi

OZON TERAPİ - Ankara Akupunktur Derneği

YENİ: Savunmam - Anayasa.gen.tr