Measure Relative Numbers Of Live And Dead Cells And

Measure Relative Numbers Of Live And Dead Cells And
Normalize Assay Data To Cell Number
生細胞と死細胞の相対数の測定および細胞数に対するアッセイデータの補正
MagneHis“ Protein Purification System: Purification of His-Tagged Proteins in
B y A n d r e w N i l e s 1,
1
2
Michael Scurria , Laurent Bernad
Promega Corporation, Promega Biosciences
2
, Brian Mcnamara
1
1
, Kay Rashka , Deborah Lange
本稿では MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay (1-3) の卓越し
た特徴について詳しく説明するとともに、発光法を用いた次世代技術
であるCytoTox-Glo TM Cytotoxicity AssayとMultiTox-Glo Multiplex
Cytotoxicity Assayについてもご紹介します。
, Pam Guthmiller
1
,
Tracy
Worzella
1
A n d T e r r y R i s s 1,
アッセイの原理と反応
MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity AssayとMultiTox-Glo Multiplex
Cytotoxicity Assayはどちらも同じ2種類の特異的プロテアーゼ活性を細
胞生存性や細胞毒性のマーカーとして測定しますが、検出対象が蛍光で
あるのか発光であるのかというわずかな違いがあります（図1および2、
これらのプロテアーゼマーカーについては11ページもご参照ください）。
インキュベーション後、アッセイに利用される蛍光産物は標準的な蛍
光定量法により簡便に測定することができます。発光シグナルはマル
チモード装置かルミノメーターを使って測定します。
CytoTox-GloTM Cytotoxicity Assay は、AAF-GloTM 試薬を用いて死細胞
の相対数を発光シグナルとして測定します。しかし、発光反応の定常
状態に達したシグナルには安定性があるため、溶解液を添加すること
で（細胞毒性の値を測定した後）、同じウェル内に存在する生細胞の相
対数を検出できます。この“細胞生存性”の値は、死細胞由来プロテ
アーゼの総RLU値（実験処理による死細胞と、界面活性剤を用いた生
細胞溶解による死細胞）から実験処理による死細胞の発光RLU値を差
し引くことによって得られます。
イントロダクション
細胞生物学実験ではさまざまな in vitro 反応モデルにおいて多種多様
な哺乳動物細胞が用いられています。初代培養細胞、形質転換細胞、
形質導入細胞などはアッセイプレートのウェル内で培養され、化学的、
物理的、生物学的な刺激により処理が施されます。このような“因果
関係評価（cause-and-effect）”モデルを用いる目的は、細胞における分
子プロセスの重要なチェックポイントやモジュレーターの同定などか
ら、実施した処理による細胞毒性の可能性検討まで多岐にわたります。
いずれにせよ、細胞の反応は本質的に細胞生存性や細胞毒性と密接に
結びついていますので、実験操作の終了後には細胞の健康状態につい
て評価する必要があります。
細胞ベースのモデルで細胞生存性や細胞毒性を定量する方法は数多
くあります(4)。ほとんどの細胞生存性測定法や細胞毒性測定法では、
細胞外環境との障壁として機能する細胞膜の有無を直接的または間接
的に測定します。本稿では、培養ウェルにおける生細胞・死細胞の双
方の相対数を測定することができるCytoTox-GloTM Cytotoxicity Assay、
MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay、MultiTox-Glo Multiplex
Cytotoxicity Assayについて、そのテクノロジー特有の有用性と多機能
性をご紹介します。これらのアッセイでは、細胞生存性と細胞毒性に
関して反比例するレシオメトリックな値が得られます。このようなレ
シオメトリックな値は、データを細胞数に対して補正する上で有用で
あり、アッセイ干渉によるデータ誤解釈の低減に寄与します。これら
のアッセイで用いられる試薬類は、測定方法や測定系の構成次第では
他の蛍光法や発光法と適合しますので、マルチプレックスな測定を行
うことができます。
レシオメトリックな反応によるデータ補正が可能
MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay と MultiTox-Glo Multiplex
Cytotoxicity Assayの細胞生存性マーカーと細胞毒性マーカーはそれぞ
れ独立したタンパク質分解反応ですが、プロテアーゼの半減期による
制約を受けない限り相補的な反比例の関係を示します（図3、パネルA
およびB）。CytoTox-GloTM Cytotoxicity Assayでは1つのマーカーしか用
いませんが、各反応は実験処理後の死細胞数と生細胞数を反映するの
で（試薬溶解後)、両反応はレシオメトリックな関係となります（図3、
パネルC）。したがって、アッセイデータを細胞数に対して補正するこ
とができ、誤った結論に導く可能性があるアッセイ干渉を軽減するこ
とができます。
cell-permeant
GF-AFC
Substrate
GF-AFC
Substrate
図1. MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity AssayとMultiToxGlo Multiplex Cytotoxicity Assayの原理と反応
live-cell
protease
どちらのアッセイも生細胞プロテアーゼ活性は細胞透過性の蛍
光前駆ペプチド基質 Gly-Phe-7-amino-4 trifluoromethyl coumarin
(GF-AFC) を用いて測定する。この生細胞プロテアーゼ活性マー
カーは、細胞膜の完全性が失われて周囲の培地に漏出すると不
活性化され、生細胞で起こるような反応は見られなくなる。一
方、死細胞プロテアーゼ活性マーカーは細胞膜の完全性が失わ
れた細胞から漏出して初めて測定される。 MultiTox-Fluor
Multiplex Cytotoxicity Assay では、この活性を細胞非透過性の蛍
光前駆ペプチド基質 bis-(Ala-Ala-Phe)-rhodamine 110 (bis-AAFR110) で測定する。MultiTox-Glo Multiplex Cytotoxicity Assay で
は、この死細胞由来プロテアーゼ活性を細胞非透過性の発光基
質 Ala-Ala-Phe-アミノルシフェリン (AAF-GloTM 基質) を用いて
測定する。
inactive
live-cell
protease
cell-impermeant
AAF-Glo™ or
bis-AAF-R110
Substrate
active
dead-cell
protease
AFC
Viable Cell
Prometech Journal
Dead Cell
6197MB
signal
6
1
2
www.promega.co.jp
Number 25 2008
高感度な化学反応系を用いた高品質データの収集
-
H
AAF-N
S
N
N
S
COOH
検出化学反応系の実用性と感度は、必要な総細胞数（“シグナル域”）、
少ない処理細胞数と未処理細胞数でも見分けられるアッセイの能力
（感度、ばらつき）、細胞や培地成分によるアッセイ干渉（バックグラ
ウンドシグナル）によって規定されます。CytoTox-GloTM Cytotoxicity
Assay、MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay、MultiTox-Glo
Multiplex Cytotoxicity Assayを用いれば、様々なウェルサイズのプレー
ト（96、384、1536ウェル）でスケールを変えて高感度な測定を行う
ことができます。ハイスループットフォーマットにおけるこれらの
アッセイの有用性は、自動分注システムを用いた2つの細胞毒性モデル
で得られている高いZ' 因子によって証明されています（Z' 因子 ≧ 7.5;
図5）。Z' 因子が0.5を上回る場合、
“優れた”アッセイであると考えられま
す(5)。
Dead-cell
protease activity
H2N
AAF- +
S
N
N
S
COOH
+ ATP + O2
Luciferase
Mg2+
6393MA
Light
信頼性の高い結果を取得でき、問題のあるデー
タを容易に同定可能
図2. 試薬成分のルシフェラーゼ、Mg2+、ATP存在下における、死細胞由来プロ
テアーゼ活性による AAF-GloTM 発光基質の切断
切断後、ルシフェラーゼの基質（アミノルシフェリン）が放出され、ルシフェ
ラーゼによる発光反応が起こる。
長いプロテアーゼ半減期による利点
細胞毒性の測定に用いられる酵素マーカーには必ず活性半減期があ
ります。プロメガのアッセイで用いられるプロテアーゼマーカーの安
定性は、その他のルシフェラーゼベースの細胞毒性アッセイで用いら
れるマーカーを上回ります（図4）。しかし、細胞を被験化合物に24時
間以上暴露した場合には細胞毒性の過小評価をまねくことがあります。
24時間以上暴露する必要がある場合は、化合物の開始濃度を低下させ
ることで細胞死のカイネティクスに影響を及ぼし、細胞毒性の測定精
度を改善できる可能性があります。
CytoTox-Glo TM Cytotoxicity Assay、 MultiTox-Fluor Multiplex
Cytotoxicity Assay、MultiTox-Glo Multiplex Cytotoxicity Assayは、プロ
テアーゼ活性の測定という新しい方法で培養細胞の細胞生存性と細胞
毒性を定量します。しかし、このアッセイは細胞膜の完全性の明確な
変化を測定しますので、得られたデータは従来の測定法によるデータ
と非常によく相関します。そのため、タンパク質分解活性を測定する
方法で得られるデータは、レサズリン還元（CellTiter-Blue® Assay）、
乳酸脱水素酵素の漏出（CytoTox-ONETM Assay）、ATP定量（CellTiterGlo® Assay）で得られるデータと非常によく類似しています（図6）。
繰り返しになりますが、これらのアッセイを用いた場合、プロテアー
ゼの半減期による制約を受けない限り生細胞と死細胞にはレシオメト
リックな相関性が認められますので、異なるプロテアーゼによって
（または、CytoTox-GloTM Assay用として記載されている全溶解プロトコ
ルを用いた場合には同じプロテアーゼによって）異なるチャンネルで
得られたEC50値にも、すぐれた一貫性が見られます。複数ポイントで
表1. 様々な用途に利用できる細胞毒性アッセイの一覧
生細胞
死細胞
プロテアーゼマーカープロテアーゼマーカー
マルチプレックスアッセイが
感度
特長
可能なアッセイ法
Caspase-Glo® 3/7, 8
MultiTox-Fluor Multiplex
GF-AFC
bis-AAF-R110
インキュベーション30分後、
レシオメトリックな測定により
Cytotoxicity Assay (Cat.#
（蛍光）
（蛍光）
2-5%の生存性の変化を
ウェル間で補正されたデータが
,9 Assays;
検出可能
得られる。
CellTiter-Glo® Assay
2つの独立したチャンネルにより、
および発光
G9200, G9201, G9202)
アッセイ阻害に対する警告が得られる。レポーターアッセイ
CytoTox-FluorTM Cytotoxicity
Not applicable
Assay (Cat.# G9260,
Caspase-Glo® 3/7, 8
bis-AAF-R110
インキュベーション30分後、
スペクトルの異なるアッセイとの
（蛍光）
2-5%の生存性の変化を
併用が可能（カラークエンチングを
,9 Assays;
検出可能
伴わないもの）
CellTiter-Glo® Assay
G9261, G9262)
および発光
レポーターアッセイ
MultiTox-Glo Multiplex
GF-AFC
AAF-aminoluciferin
インキュベーション15
レシオメトリックな測定により
Cytotoxicity Assay (Cat.#
（蛍光）
（発光）
または30分後、
ウェル間で補正されたデータが
G9270, G9271, G9272)
2-5%の生存性の変化を
得られる。
検出可能
2つの独立したチャンネルにより、
アッセイ阻害に対する警告が得られる。
TM
CytoTox-Glo Cytotoxicity
Assay (Cat.# G9290,
G9291, G9292)
オプションの
全溶解プロトコルを
実施した場合
AAF-aminoluciferin インキュベーション15分後、
（発光）
2-5%の生存性の変化を
検出可能
（Bulletin #TB359.）
レシオメトリックな測定により
ウェル間で補正されたデータが
得られる
（全溶解プロトコルを実施した場合）。
蛍光に関する干渉が無い。
Prometech Journal
www.promega.co.jp
Number 25 2008
7
生細胞と死細胞の相対数の測定および細胞数に対するアッセイデータの補正
% of Maximal Response
100
2
Glyceraldehyde-3-phosphate dehydrogenase
Adenylate kinase
Dead-cell protease
Lactate dehydrogenase
2
r = 0.9998
r = 0.9998
100
75
Live Cell
Response
(GF-AFC
Substrate)
50
25
Dead Cell
Response
(bis-AAF-R110
Substrate)
75
% Activity
A.
0
50
25
0
25
50
75
100
0
B.
2
4
6
Hours after Cytotoxic Event
100
% Maximal Response
0
8
10
6689MA
% Viable Cells
r2 = 0.9988
r2 = 0.9982
図4. 細胞毒性測定用の酵素マーカーの半減期
Jurkat細胞を1ウェルあたり10％FBS含有 RPMI 1640 培地100 µlに対して10,000
個となるように白色プレートに播種した。ジギトニンをレプリケートのウェルに、
最大細胞毒性が得られるよう1時間ごとに10 µlずつ計10時間添加した（最終濃度
30 µg/ml）。この間、プレートは37℃でインキュベーションした。CytoTox-GloTM、
aCellaTM-Tox (CellTechnology)、Toxi-LightTM (Cambrex) の各試薬を調製し、説明
書にしたがって添加した。15分後に発光をBMG POLARstarルミノメーターで測
定した。CytoTox-ONETM Reagentを調製し、説明書にしたがって添加した。蛍光
はFluoroskan Ascentリーダーで測定した。いずれのデータもバックグラウンドを
差し引いた後、最終溶解時点に対する割合としてプロットした。
75
Live-Cell
Response
(GF-AFC
Substrate)
50
Dead-Cell
Response
(AAF-Glo™
Substrate)
25
0
0
25
50
75
100
% Viable Cells
% of Maximal Response
100
r2 = 0.9999
データ収集する化合物スクリーニングを実施する場合には、レシオメ
トリックなEC50値が得られるという特性は特に強みとなります。力価
の同等性は信頼性を高めますが、同等性の低い値はアッセイ干渉や実
際の力価をゆがめる細胞増殖抑制作用の存在を示している可能性があ
ります（図7）。1つのパラメーターしか用いない細胞毒性・細胞生存性
アッセイには、問題があるデータの同定に役立つこのような“内蔵型”
コントロールは存在しません。
r2 = 0.9975
75
Live-Cell
Response
50 (AAF-Glo™
Substrate;
Total–Dead)
25
0
0
25
Dead-Cell
Response
(AAF-Glo™
Substrate)
50
% Viable Cells
75
より多くの情報取得を目的としたマルチプレッ
クスアッセイの実施
100
6667MA
C.
図3. CytoTox-GloTM、MultiTox-Fluor、MultiTox-Gloの各アッセイから得られ
るレシオメトリックな反応
Jurkat 細胞のプールを1mlあたり100,000個の細胞密度に調整し、2つのフラク
ションに分割した。一方には細胞毒性を引き起こす処理を施し、もう一方には処
理を施さなかった。次いで、細胞生存率が0∼100％となるように2つのフラク
ションをさまざまな割合で混合し、1ウェルあたり約10,000個の細胞（100µl）を
播種した。付属のTechnical Bulletinsにしたがってアッセイ試薬を添加し、BMG
POLARstarマルチモードプレートリーダーでシグナルを測定した。生細胞反応と
死細胞反応のデータは、最大反応の割合に対して補正した（全溶解プロトコルに
ついては Technical Bulletin #TB359を参照）。パネルA：MultiTox-Fluor Assay。パ
ネルB：MultiTox-Glo Assay。パネルC：CytoTox-GloTM Assay（全溶解プロトコル
を実施）。
8
Prometech Journal
CytoTox-Fluor TM Cytotoxicity AssayとMultiTox-Fluor Cytotoxicity
Assay Reagentは、1ウェルあたりの情報量を増やすために、他のエン
ドポイントアッセイと併用するマルチプレックスアッセイが可能です。
たとえば、MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assayを実施したあと
に任意の発光アッセイ（ATP、レポーター、カスパーゼアッセイ）を行
うことができます。このようなマルチプレックスアッセイは、化合物
や処理によって生じる細胞死のメカニズムを調べる際に特に有用です
（図8）。
要約
CytoTox-Glo TM Cytotoxicity Assay、 MultiTox-Fluor Multiplex
Cytotoxicity Assay、MultiTox-Glo Multiplex Cytotoxicity Assayは、細胞
生存性・細胞毒性の測定技術に大きな一歩をしるすものです。これら
のアッセイを用いることにより、細胞溶解を必要としないホモジニア
スでアッセイボリューム可変なフォーマットにおいて、細胞生存性と
細胞毒性を迅速かつ高感度に検出することができます。また、これら
のアッセイは、蛍光シグナルと発光シグナルの組み合わせを選択でき
る柔軟性を持ち合わせています。アッセイではレシオメトリックな反
応が得られ、細胞数に対する補正やアッセイ干渉の内部標準として機
能します。また、MultiTox-FluorおよびCytoTox-FluorTM アッセイシステ
ムは、他のアッセイとのマルチプレックスアッセイを可能とする実用
性と柔軟性も兼ね備えています。
www.promega.co.jp
Number 25 2008
B.
GF-AFC Substrate (Viability)
Z´ = 0.85
AAF-Glo™ Substrate (Cytotoxicity)
Z´ = 0.75
400,000
60,000
300,000
45,000
(Ionomycin treated)
(Vehicle control)
200,000
100,000
15,000
90,000
60,000
30,000
0
0
0
384
1
Digitonin treated
120,000
Vehicle control
384
0
1,152
768
1,536
6666MA
Fluorescence (RFU)
75,000
30,000
150,000
500,000
Luminescence (RLU)
90,000
CytoTox-Glo™ Assay
Z´ = 0.85
Luminescence (RLU)
A.
Well Number
Well Number
図5. 高いアッセイ感度により得られる高い Z' 因子
パネルA：1ウェルあたり5,000個（10 µl）となるようCyBio CyBi®-Well 384/1536分注装置を使って384ウェルプレートに細胞を播種した。イオノマイシン (50 µM)
または溶媒を添加し、37℃で2時間インキュベーションした。MultiTox-Gloの各試薬を Technical Bulletin #TB358の手順にしたがって添加した。Tecan Safire2TM プ
レートリーダーで蛍光と発光を測定した。パネルB：細胞プールを1 mlあたり6.25×105個の細胞密度に調整し、2つのフラクションに分割した。一方のフラクショ
ンにはジギトニン処理を施して模擬的な細胞毒性を引き起こした。もう一方は未処理とした。これらの細胞フラクションをCyBi®-Well分注装置で4 µlずつ分注した。
CytoTox-GloTM ReagentをCyBi®-Well分注装置を使って分注し、Tecan Safire2TM プレートリーダーで発光を測定した。
CytoTox-ONE™ Assay
EC50 = 9.15µM
100,000
Fluorescence (RFU)
18,000
12,000
6,000
75,000
50,000
25,000
0
0
–5
–7
–4
log10 [ionomycin] M
Luminescence (RLU)
Luminescence (RLU)
20,000
10,000
0
–6
2,400
7,500
1,800
5,000
1,200
2,500
600
–5
–7
–4
log10 [ionomycin] M
12,000
14,000
6,000
0
–7
–6
–5
log10 [ionomycin] M
www.promega.co.jp
0
–4
Luminescence (RLU)
18,000
21,000
7,000
–5
0
–4
MultiTox-Glo Assay (Dead) EC50 = 9.76µM
MultiTox-Glo Assay (Viable) EC50 = 10.01µM
Dead Luminescence (RLU)
Viable Luminescence (RLU)
24,000
28,000
–6
log10 [ionomycin] M
CytoTox-Glo™ Assay (Dead) EC50 = 8.35µM
CytoTox-Glo™ Assay (Viable) EC50 = 8.07µM
35,000
–4
10,000
0
–7
Prometech Journal
–5
MultiTox-Fluor Assay (Dead) EC50 = 8.88µM
MultiTox-Fluor Assay (Viable) EC50 = 9.14µM
CellTiter-Glo® Assay
EC50 = 7.96µM
30,000
–6
log10 [ionomycin] M
Fluorescence (RFU)
–6
15,000
2,400
1,800
10,000
1,200
5,000
600
0
0
–7
–6
–5
Fluorescence (RFU)
–7
–4
log10 [ionomycin] M
Number 25 2008
6665MA
Jurkat 細胞を96ウェルプレートに1ウェルあ
たり10,000個の密度となるよう播種した。イ
オノマイシンを様々な濃度で添加し、37℃で
6時間インキュベーションした。CellTiterBlue ® 、 CytoTox-ONE TM 、 CellTiter-Glo ® 、
MultiTox-Fluor、CytoTox-GloTM、MultiTox-Glo
の各試薬を調製して添加し、技術文献に記載
されている手順にしたがってシグナルを測定
した。力価の決定には GraphPad Prism® ソ
フトウェアを使用した。
CellTiter-Blue® Assay
EC50 = 8.35µM
24,000
Fluorescence (RFU)
図6. 従来の細胞生存性・細胞毒性測定法と
の類似性
9
生細胞と死細胞の相対数の測定および細胞数に対するアッセイデータの補正
A.
GF-AFC Substrate (Viability) EC50 = 1.9nM
bis-AAF-R110 Substrate (Cytotoxicity) EC50 = 1.9nM
Caspase-Glo® 3/7 Assay (Apoptosis) EC50 = 1.7nM
10,000
4,000
10,000
5,000
30,000
7,500
20,000
5,000
10,000
2,000
–8
0
–7
B.
2,750
2,000
GF-AFC and Caspase-Glo® Signal
3,000
Cytotoxicity Fluorescence (RFU)
3,250
4,000
log10 [Cycloheximide] M
–7
–7
GF-AFC Substrate (Viability) EC50 = 6.89µM
bis-AAF-R110 Substrate (Cytotoxicity) EC50 = 6.87µM
Caspase-Glo® 3/7 Assay (Apoptosis) EC50 = ND
4,000
12,000
3,000
9,000
2,000
6,000
1,000
3,000
6664MA
Viability Fluorescence (RFU)
3,750
5,000
–8
–8
B.
6,000
–9
–9
log10 [Paclitaxel] pM
GF-AFC Substrate (Viability) EC50 = 3.6nM
bis-AAF-R110 Substrate(Cytotoxicity) EC50 N.D.
–10
0
–10
log10 [camptothecin] M
0
bis-AAF-R110 (RFU)
–9
0
–7
–6
–5
–4
6663MA
–10
2,500
Fluorescence (RFU)
6,000
Luminescence (RLU)
Luminescence (RLU)
15,000
GF-AFC Substrate (Viability) EC50 = 8.5nM
AAF-Glo™ Substrate (Cytotoxicity) EC50 = 7.6nM
Fluorescence (RFU)
A.
log10 [ionomycin] M
図7. アッセイコントロールとしての相補的なEC50値
図8. さらにマルチプレックス測定を行うことにより情報量が増える
Jurkat細胞に、所定の濃度のカンプトテシンまたはシクロヘキシミドを添加して
37℃で24時間インキュベーションした。パネルA：MultiTox-Glo Reagentを添加
し、発生したシグナルを既報にしたがって測定した。生細胞数の減少はGF-AFC
基質で測定し、細胞毒性の増大はAAF-GloTM 基質で測定した。最高濃度のカンプ
トテシン添加時のデータは、カンプトテシンが細胞毒性を引き起こすことを示し
ている。パネルB：MultiTox-Fluor Reagentを添加し、蛍光反応を測定した。AFC
蛍光の減少に応じたR110蛍光の増加は認められなかった。細胞を形態学的に観察
したところ、最高濃度のシクロヘキシミド添加時には細胞周期の停止が生じてい
たものの細胞毒性は生じていないことが確認された。したがって、最高濃度のシ
クロヘキシミドによる生細胞数マーカーの“低下”は、細胞分裂を停止した細胞
が未処理のコントロールよりも多いことを反映していると考えられる。
Jurkat細胞を、さまざまな濃度のパクリタキセル（24時間）またはイオノマイシ
ン（6時間）存在下でインキュベーションした。MultiTox-Fluor Reagentを添加し
てデータを収集した。Caspase-Glo® 3/7 Reagentを添加して発光を測定した。パ
ネルA：パクリタキセルはアポトーシス（カスパーゼ誘導）により細胞毒性を引
き起こす。パネルB：イオノマイシンは細胞毒性を引き起こすが、カスパーゼは
誘導しない（一次ネクローシスである可能性が高い）。
参考文献
1.
2.
3.
4.
5.
Niles, A. et al. (2006) Cell Notes 15, 11–5.
Niles, A. et al. (2006) Cell Notes 16, 12–5.
Niles, A. et al. (2006) Promega Notes 94, 22–6.
Riss, T.L. and Moravec, R.A. (2004) ASSAY Drug Dev. Tech. 2, 51–62.
Zhang, J.H., Chung, T.D., and Oldenberg, R. et al. (1999) J. Biomol. Screen.
4, 67–73.
プロトコル
MultiTox-Glo Multiplex Cytotoxicity Assay Technical Bulletin #TB358
www.promega.com/tbs/tb358/tb358.html
MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay Technical Bulletin #TB348
www.promega.com/tbs/tb348/tb348.html
CytoTox-Glo™ Cytotoxicity Assay Technical Bulletin #TB359
www.promega.com/tbs/tb359/tb359.html
CytoTox-Fluor™ Cytotoxicity Assay Technical Bulletin #TB350
www.promega.com/tbs/tb350/tb350.html
製品案内
製品名
MultiTox-Glo Multiplex Cytotoxicity Assay
MultiTox-Fluor Multiplex Cytotoxicity Assay
Cytotox-Glo™ Cytotoxicity Assay
Cytotox-Fluor™ Cytotoxicity Assay
10
サイズ
カタログ番号
10 ml
10 ml
10 ml
10 ml
G9270
G9200
G9290
G9260
価格（￥）
27,000
27,000
15,000
15,000
• 上記以外のサイズおよびバルク注文についてはお問い合わせ下さい。
Prometech Journal
www.promega.co.jp
Number 25 2008

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